1. Healthcare

III. MARCO TEÓRICO
Dentro de la producción porcina, el verraco o macho reproductor representa una
pieza fundamental para el éxito del trabajo de reproducción. Como la cerda o hembra
reproductora tiene sus cuidados, este macho también tiene los suyos (Idoyaga de
Villalba, 2003).
El verraco, en gran medida, determina el progreso que un porcicultor puede
obtener en el mejoramiento de su piara. Por este motivo, es importante que el productor
realice el máximo esfuerzo para brindar todos los cuidados necesarios al animal, a fin de
lograr una máxima eficiencia reproductiva (Idoyaga de Villalba, 2003).
Investigaciones demostraron que dietas altas en energía y proteína resultaron
muchas más eficaces en producción espermática, volumen de eyaculado, líbido (tiempo
de eyaculado), y también tuvieron una mayor concentración plasmática de hormonas
que dietas bajas en energía y proteína, durante un periodo de 20 semanas de recolección
o extracción (Arrieta, 2008).
3.1. REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES DE LOS VERRACOS
3.1.1. Energía
Según el NRC (1989) el aporte diario de energía debe ser alrededor de 6530
Kcal de energía metabolizable. Para esto hay que tomar en cuenta las necesidades
diarias de mantenimiento, crecimiento para el caso de cerdos jóvenes y el gasto
energético por reproducción.
En este sentido, resulta interesante destacar que el costo energético de la
actividad reproductora no supera en condiciones normales el 5% de la necesidad
energética total (Gómez, 2002).
3.1.2. Proteína
Un consumo inadecuado de proteína en verracos jóvenes retrasa la madurez
sexual y en adultos disminuye la concentración espermática del eyaculado. El contenido
recomendado de proteína en el alimento varía entre un 13 y 16%. En cuanto a los
requerimientos diarios de aminoácidos específicos, no existe demasiada información
aunque se recomienda que contengan aproximadamente 0,66% de lisina, 0,23% de
metionina y 0,42% de aminoácidos azufrados (Gómez, 2002).
3.1.3. L-carnitina
La carnitina es un componente del músculo que también se encuentra en el
epidídimo, su función es la de estimular la oxidación de ácidos grasos de cadena larga a
nivel de las mitocondrias. El hígado es capaz de producir L-carnitina a partir de lisina,
pero en pequeñas cantidades por lo que en situación de estrés o incremento de actividad
está producción no es suficiente, por lo cual se recomienda una suplementación.
Algunas líneas de investigación demostraron que la suplementación con L-carnitina
mejoró la producción y motilidad espermáticas (Arrieta, 2008).
En el Cuadro 1 se pueden observar los requerimientos diarios de aminoácidos
para verracos según lo establecido por la NRC (1989).
Cuadro 1. Requerimientos de aminoácidos por día para un verraco
Aminoácido
Requerimiento
Lisina
0,65 – 0,70 %
Met + Cistina
0,40 – 0,42 %
Treonina
0,38 – 0,40 %
Triptofano
0,10 – 0,12 %
Histidina
0.20 – 0,22 %
Isoleucina
0.33 – 0,37 %
Leucina
0,65 – 0,67 %
Fenilalanina
0.62 – 0,64 %
Tirosina+ val
0,45 – 0,47 %
Fuente: NRC (1989).
3.1.4. Fibra
El cerdo reproductor adulto necesita una restricción en el consumo de energía
con la finalidad de evitar problemas de sobrepeso, falla de los aplomos y disminución
de la líbido o apetito sexual. Una restricción física acarrearía problemas de
comportamiento, manifestación de estereotipos e intranquilidad del animal, como
también exponer a riesgos de estreñimiento, fermentaciones anómalas y producción de
toxinas (que al ser el epidídimo muy permeable puede afectar el desarrollo de los
espermatozoides). Se recomienda que tengan al menos un 6 a 7% de fibra bruta, esto
mejora el tránsito intestinal y reducen problemas como úlceras y colitis inespecíficas.
Por ello es conveniente que el alimento para machos contenga un 6 o 7% de FB y un
19% de Fibra Detergente Neutro (FDN) (Arrieta, 2008).
En el Cuadro 2 se muestran los requerimientos de energía, proteína cruda y fibra para
verracos.
Cuadro 2. Requerimientos de energía, proteína y fibra diarios para un verraco
Nutriente
E.M.
P.C.
Fibra.
Fuente: NRC (1989).
Requerimiento
6525 – 6550 Kcal./día
13 – 16 %
6–9 %
3.1.5. Minerales
Entre los macrominerales, los requerimientos son relativamente elevados de
calcio (0,8%) y fósforo (0,64%), para que se produzca una adecuado desarrollo óseo
evitando los temidos problemas de aplomos (Gómez, 2002). Un incorrecto aporte en la
relación entre ambos macrominerales reduce la mineralización ósea y aumenta los
problemas músculo- esqueléticos. Niveles de 0,8 – 0,95% de calcio y de 0,66 – 0,75%
de fósforo total deberían asegurarse en cualquier formulación para verracos de alta
selección (Arrieta, 2008).
Entre los microminerale el zinc y del selenio son de suma importancia, ya que
estimula la espermatogénesis y el desarrollo testicular (Gómez, 2002).
En el Cuadro 3 están reflejados los minerales que deben aportarse diariamente
para verracos según lo requerimientos establecidos por la NRC (1989).
Cuadro 3. Requerimientos de minerales por día para un verraco
Mineral
Requerimiento
Calcio
0.80 – 0,85 %
Fósforo
0.62 – 0,65 %
Zinc
100
Manganeso
40 - 55 ppm
Selenio
2.25
ppm
Cobre
8 - 13
ppm
Hierro
50 - 70 ppm
Iodo
Fuente: NRC (1989).
0.2 - 0.5 ppm
ppm
3.1.6. Vitaminas
Las necesidades vitamínicas del verraco son, en condiciones normales, similares
a las de las cerdas reproductoras y juegan un papel determinante en la eficacia
reproductiva. Las deficiencias vitamínicas provocan efectos negativos a medio y largo
plazo siendo su principal consecuencia un descenso significativo de la líbido (Arrieta,
2008).
3.1.6.1. Vitamina A
Tiene gran importancia sobre el apetito sexual de los verracos, y funciones
biológicas sobre la síntesis de glico-proteínas que controlan la diferenciación celular del
tejido testicular. Algunos estudios demostraron que verracos tratados con dietas altas en
vitamina A tuvieron menor porcentaje de atipias que las dietas testigo (Arrieta, 2008).
3.1.6.2. Vitamina C
Aunque los cerdos son capaces de sintetizarla, en situaciones de estrés conviene
un aporte extra en la dieta. Resulta especialmente beneficiosa en los casos de estrés por
calor ya que actúa como cofactor en la síntesis de colágeno y protege a las células
sexuales del daño oxidativo (Gómez, 2002).
3.1.6.3. Vitamina D3
Es de gran importancia ya que actúa de manera sinérgica con el Ca y el P
favoreciendo su absorción, sobre todo en granjas confinadas en las que los verracos
están en ambientes cerrados sin acceso a la luz solar, ya que la misma activa la síntesis
de esta vitamina, por lo cual un aporte adecuado es importantísimo para un correcto
desarrollo óseo (Arrieta, 2008).
3.1.6.4. Vitamina E
Protege de la oxidación evitando el deterioro de la membrana espermática
además, influye de forma determinante en la maduración espermática (Gómez, 2002).
En el Cuadro 4 se pueden apreciar los requerimientos de vitaminas que deben
suministrarse diariamente para un verraco según lo establecido por la NRC (1989).
Cuadro 4. Requerimientos de vitaminas por día para un verraco
Vitaminas
Requerimiento
Vitamina A
400.00 UI /Kg.
Vitamina D
200.00 UI /Kg.
Vitamina E
44.00 UI/Kg.
Vitamina K
0,50 – 0,52 ppm
Biotina
0,18 – 0,22 ppm
Colina
1250 – 1260 ppm.
Ac. Fólico
1.25 – 1.35 ppm
Niacina
10 – 12 ppm
Ac. Pantotéico
12 – 14 ppm
Riboflavina
Vitamina B12
3,60 – 3,80 ppm
0,015 – 0,020 ppm
Fuente: NRC (1989).
3.2. ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DEL VERRACO
El aparato reproductor del verraco está formado por varias partes, donde todas
cumplen funciones de gran importancia para lograr un funcionamiento armónico y de
alto rendimiento del mismo (Le Coz, 2006).
Según Le Coz (2006), el sistema reproductivo del verraco está formado por una
serie de estructuras que incluyen: los testículos, el sistema urogenital y las glándulas
sexuales accesorias. Estas estructuras se comunican a través de los sistemas endocrino y
nervioso para coordinar de esta forma la actividad reproductora de los verracos.
Del mismo modo Le Coz (2006), expuso que el aparato reproductor del verraco
está formado por las siguientes estructuras, de las cuales se muestra un esquema en la
Figura 1:
9
Testículos
9
Epidídimos
9
Canales deferentes
9
Glándula prostática
9
Vesícula seminales
9
Glándulas bulbo uretrales
9
Uretra
9
Pene
Fuente: Le Coz, (2006).
Figura 1. Anatomía del aparato reproductor del verraco
3.2.1. Testículo
Según Piella (2003), el testículo presenta un polo capital relacionado con la
cabeza del epidídimo y uno caudal con la cola del epidídimo. La orientación del
testículo dentro del escroto varía según las especies y en el cerdo el polo caudal apunta
dorsalmente. El epidídimo está situado craneodorsalmente respecto del testículo.
A su vez Piella (2003), señaló que los testículos cumplen una doble función las
cuales son, la formación de los gametos, que se diferenciarán y desarrollarán hacia
espermatozoides, y la formación de hormonas (esteroides), entre ellos, el más
importante, la testosterona encargada de inducir las modificaciones físicas
características del verraco y a la vez imprescindible para la espermatogénesis (proceso
de formación de los espermatozoides). Dentro de los testículos se encuentran los túbulos
seminíferos, los cuales se encargan de producir espermatozoides. Sus paredes están
cubiertas de espermatogonias, que son las células germinativas que al dividirse, por
mitosis y meiosis, generan espermatozoides que se liberan en la luz del túbulo por un
proceso denominado espermiación. A partir de la pubertad, los túbulos seminíferos,
desarrollan una pared gruesa y compleja llamada epitelio seminífero, compuesta por dos
tipos de células: las células germinativas (espermatogonias), que proliferan y se
diferencian en espermatozoides; y las células de Sertoli, que sostienen a las células
germinativas e intervienen en su nutrición. Una lámina basal separa el epitelio
seminífero del tejido conectivo circundante; en dicha lámina se encuentran las células
de Leydig que producen testosterona.
3.2.2. Epidídimo
Es similar a los túbulos seminíferos, ya que se enrosca sobre sí mismo varias
veces diferenciándose en tres secciones que son cabeza, cuerpo y cola. El epidídimo
está rodeado por una capa prominente de fibras circulares formadas por un epitelio ciliar
pseudo estratificado. Los espermatozoides se encuentran comúnmente a lo largo del
lumen, en el interior del epidídimo (Le Coz, 2006).
El epidídimo es donde finaliza el desarrollo de los espermatozoides, adquiriendo
su poder fecundante. La red testicular entra en los conductos eferentes, qué forman
eventualmente un solo conducto doblado llamado epidídimo. La función primaria del
epidídimo es la maduración del esperma, su transporte y almacenaje (Le Coz, 2006).
3.2.3. Conductos deferentes
Es un tubo grueso y musculoso a través del cual el esperma es transportado
desde la cola del epidídimo a la uretra, en este punto convergen las estructuras del
sistema genital del verraco con la zona urinaria justo antes de la vejiga y que finalizan
en el pene, para el transporte de los espermatozoides (Hafez, 1993).
3.2.4. Glándula prostática
Setchell (1993), afirmó que la próstata es una glándula que contiene células que
producen parte del líquido seminal que protege y nutre a los espermatozoides
contenidos en el semen.
Según el mismo autor la glándula prostática aporta:
9
Antígeno específico de la próstata
9
Ácido cítrico
9
Fibrinógeno
9
Espermina
9
Zinc (de propiedades bactericidas)
9
Magnesio (da un aspecto lechoso al semen)
9
Enzimas:
9
Fosfatasas ácidas
9
Fibrinolisina
9
Transglutaminasa (en algunas especies como en los roedores, densifica el
semen de manera que genera un tapón vaginal, evitando la salida del
semen, así como la cópula por parte de otro macho).
3.2.5. Vesículas seminales
Se localizan al lado de la porción terminal del conducto deferente. En el verraco,
son grandes, lobuladas y relativamente difusas. Aparecen a menudo con un color
anaranjado. Las mismas son las responsables de aportar la mayoría del volumen del
semen. Además, secretan grandes cantidades de fructosa y de ácido cítrico así como
inositol, ergotionina, varios aminoácidos y glicerilfosforilcolina. La mayoría de estos
compuestos son utilizados como substratos de energía por los espermatozoides del
eyaculado (Hafez, 1993).
3.2.6. Glándulas bulbo uretrales
Tienen forma alargada y cilíndrica, y en el verraco se localizan en cualquier lado
de la uretra pélvica cerca del arco isquiático de la pelvis. Las glándulas bulbo uretrales
secretan la fracción de gel o tapioca característica del eyaculado del verraco (Setchell,
1993).
3.2.7. Uretra
En el verraco la uretra sirve de canal excretor de orina y de evacuación de
esperma. Se inicia en el cuello de la vejiga y termina en la extremidad anterior del pene
en el meato urinario, se dirige hacia atrás sobre el piso de la cavidad pelviana y luego
hacia abajo y adelante y se coloca entre las raíces del cuerpo cavernoso del pene (Hafez,
1993).
3.2.8. Pene
Según Mellizo (2007), el pene es un órgano eréctil con un extremo libre o
terminal llamado glande, el mismo funciona en el animal como órgano de copula y a su
vez vía para el transporte de semen y orina.
3.3.
EFECTO
DE
LA
TEMPERATURA
AMBIENTAL
SOBRE
LOS
VERRACOS.
Aunque en el trópico los machos y hembras de especies domésticas se aparean y
procrean durante todo el año, la eficiencia reproductiva se altera por efectos de la
temperatura ambiental elevada, debido a que la misma produce estrés térmico y limita la
capacidad de termorregulación testicular necesaria para el desarrollo normal de la
espermatogénesis. Se ha documentado suficientemente la alteración de la eficiencia
reproductiva de las hembras por efectos del estrés calórico, representada en retardo de la
pubertad, prolongado intervalo destete celo, reducción de la tasa de partos, disminución
del tamaño de las camadas (Weitze, 2000).
En los machos, los efectos de la temperatura ambiente elevada se manifiesta a
través de alteraciones en la libido y en las características de los eyaculados, en los que
se observa menor volumen, disminución de la movilidad y aumento de las
anormalidades espermáticas (Nääs et al., 2002).
3.4. FISIOLOGÍA DEL SISTEMA REPRODUCTIVO
El sistema reproductivo del verraco está formado por una serie de estructuras
que incluyen: los testículos, el sistema urogenital, las glándulas sexuales accesorias, la
glándula pituitaria y el hipotálamo (Flowers, 2004).
Estas estructuras se comunican a través del sistema endocrino y nervioso para
coordinar de esta forma la actividad reproductora de los verracos. Cualquier alteración
patológica o funcional de algunas de estas estructuras puede dar lugar a problemas
reproductivos (Flowers, 2004).
El hipotálamo del cerebro secreta la hormona gonadotropina (GnRH) que
controla la producción y la secreción de la hormona luteinizante (LH) y de la hormona
folículo estimulante (FSH) de la glándula pituitaria (Hafez, 1993).
Muchas de las funciones de las partes del sistema reproductor del verraco para
producir espermatozoides fértiles están controladas por el balance preciso de las
hormonas mencionadas anteriormente (Hafez, 1993).
Valencia (1986), señaló que la hormona folículo estimulante (FSH), durante la
pubertad es necesaria para el inicio de la espermatogénesis, entre otras funciones
probables, también estimula la actividad mitótica de las espermatogonias, además de
estimular en las células de Sertolli la producción de una proteína transportadora de
andrógenos conocida como (ABP) e inhibina, donde la ABP captura la testosterona con
la finalidad de impedir que salga en grandes cantidades desde los túbulos y prolongar su
vida media. A su vez la hormona luteinizante (LH), tiene una acción estimulante sobre
las células de Leydig para la secreción de andrógenos y para el correcto funcionamiento
de la esteroidogénesis testicular, así las células de Leydig, estimulan la síntesis y
secreción de testosterona.
En la Figura 2 se puede observar el funcionamiento del sistema hipotálamo –
hipófisis – gonada del verraco. En la Figura 3 se aprecia la regulación hormonal de la
actividad testicular del verraco según los descrito por Le Coz (2006).
Hipotalamo
GnRH
Hipófisis
LH y FSH
Células de laydig
Testosterona
células de sertoli
Inhibina / Activina
Tubulos seminiferos
Espermatogonias
espermatozoides
Figura 2. Fisiología del verraco (sistema hipotálamo - hipófisis – gónada)
Figura 3. Regulación hormonal de la actividad testicular del verraco.
3.5. CARACTERÍSTICAS DEL SEMEN DEL VERRACO Y SU EVALUACIÓN
EN EL LABORATORIO
Al determinar la frecuencia de recolección de semen se tiene en cuenta la edad
del animal y la producción, siendo evidente que una recolección diaria o muy seguida
afecta principalmente la cantidad de mismo (Fuentes, 1993).
3.5.1. Definición de semen
El semen se forma durante el proceso de eyaculación, es una suspensión liquida
o semigelatinosa que proviene tanto de los testículos, que producen las células
germinativas, como de las glándulas accesorias. Los gametos masculinos son únicos en
su forma, funcionamiento y densidad. Una vez maduros son una célula terminal (ver
Figura 4), el producto final de un complejo proceso de desarrollo y no pueden
experimentar posteriores divisiones celulares o diferenciaciones (Hafez, 2000).
En la Figura 4 se puede apreciar un esquema del espermatozoide del verraco,
según Le Coz (2006).
Las secreciones de los órganos accesorios del aparato reproductor masculino; y
la porción líquida que se forma durante la eyaculación, se conoce como plasma seminal,
el cual tiene como función diluir, nutrir y proteger a los espermatozoides y de este modo
forma una fracción importante en el eyaculado (Holy, 1987).
Fuente (Le Coz, 2006).
Figura 4. Espermatozoide de un verraco.
En el Cuadro 5 se puede observar las sustancias presentes y sus respectivas
cantidades promedios por cada fracción de eyaculado de un verraco.
Cuadro 5. Contenido del plasma seminal de un verraco
Elemento
Sodio
Cantidad (mM.)
125-252
Potasio
17-46
Calcio
1,5-4,6
Magnesio
2,5-2,4
Cloro
85-105
Fosfato
0,4
Fructosa
0,5
Glucosa
0,06-0,3
Sorbitol
0,4
Inositol
28
Acido láctico
2,2
Acido cítrico
2,6-10,4
Acido glutámico
2
Glicerofosfocolina
4
Glicerofosfoinocitol
0,26
Arginina
0,01
Ergotioneina
0,7
Creatina
0,03
Proteina (mg/ml)
30
Fuente Le Coz, (2006).
3.5.2. Extracción de semen
Para Hernández (1976), la extracción de semen se efectúa mediante la técnica de
la mano enguantada, que se caracteriza por utilizar un guante desechable con el fin de
impedir al máximo que se presente algún tipo de contaminación por contacto directo del
operario con la fracción seminal. A los verracos previamente adaptados al maniquí, se
les realiza la colecta con una frecuencia de una vez a la semana en el caso de los
animales jóvenes y cada cuatro días en los adultos. La valoración de las características
seminales es fundamental, ya que de ello depende el éxito de los resultados obtenidos al
utilizar el semen para inseminación artificial.
3.5.3. Sanidad en la recolección del semen
La implementación de un protocolo de limpieza y sanidad durante la ejecución
de todos los pasos para la obtension de dosis de semen puede reducir significativamente
los riesgos de contaminación de eyaculados (Magapor, 2005). Es recomendable
implementar prácticas durante la colección como:
9 "Ordeño" del saco prepucial y limpieza del orificio prepucial con material limpio
y desechable antes de cada colecta.
9 Uso de la técnica de la mano enguantada o del "doble guante"; en caso de no
hacerlo, asegurar el lavado y/o uso de un desinfectante entre una colección y otra
(evitar contaminación de otros sementales)
9 Uso preferente de material nuevo, limpio y desechable para la colección.
9 Preparar material de colección de manera limpia.
9 Mantener el pene paralelo al vientre del cerdo para reducir la posibilidad de que
el eyaculado se contamine con fluido prepucial escurriendo por el pene.
9 Desechar las fracciones pre-ovulatorias (gel y líquida) y la fracción postovulatoria gelatinosa.
9 No introducir el material utilizado para la colección al laboratorio.
9 Hacer cultivos bacteriológicos mensuales o trimestrales en distintos puntos del
proceso.
9 Evitar el uso de sementales que tengan signos aparentes de un problema
infeccioso.
9 De igual manera, la reducción de la carga microbiana en el ambiente del área de
colección es recomendable. Esto implica:
9 Colectar preferentemente sobre potro.
9 Tener potros de material de fácil lavado y desinfección.
9 Mantener una superficie de piso y construcción que sea de fácil limpiado y
desinfección.
9 Para "tracción" del semental, utilizar preferentemente tapetes de hule de fácil
limpiado.
9 Evitar dejar sucio el corral de colección entre sementales.
9 Lo anterior va en contra de las prácticas comunes de guardar un "olor" en el área
de colección para la mejor estimulación de los sementales. Sin embargo, con
sementales que ya montan potro, este tipo de estímulos no es necesario.
Otras prácticas de manejo de los sementales y su ambiente ayudan a reducir la
posibilidad de contaminación de los eyaculados:
9 Lavado prepucial programado y constante.
9 Mantener corto el pelo que rodea el divertículo prepucial.
9 Preferentemente no tener pisos sólidos en los alojamientos de machos. Si esto
no es posible, mantener seco y limpio el área. Las heces, humedad y orina
propician la contaminación del prepucio.
9 Procurar el alojamiento individual de machos jóvenes. Esto reduce la actividad
homosexual entre estos, práctica que puede lacerar el pene y propiciar
contaminación.
3.5.4. Características del eyaculado
La eyaculación en los cerdos es de larga duración, de 10-15 minutos. Durante el
proceso, el total del eyaculado se divide en tres fracciones bien determinadas (Magapor,
2005).
3.5.4.1. Fracción pre-espermática
Esta fracción es transparente sin espermatozoides, con alto contenido de
bacterias y tiene un volumen aproximado de 10 ml (Magapor, 2005).
3.5.4.2. Fracción espermática
También se le llama fracción rica en espermatozoides, es de color blanco
lechoso, constituida principalmente de espermatozoides y secreciones de las vesículas
seminales y de la próstata. Su volumen está entre 30-40 a 90-100 ml. dependiendo de
factores como: estación del año, duración del día, temperatura ambiente, medio
ambiente social, nutrición, raza, edad y tamaño de los testículos (Magapor, 2005).
3.5.4.3. Fracción post-espermática
A esta fracción también se la llamado fracción pobre en espermatozoides, está
constituida por las secreciones de la próstata y glándulas de Cowper (tapioca),
principalmente al final de la fracción. Es de color blanquecino transparente con
abundantes grumos de tapioca, con volumen de 200 ml. o más. Esta fracción puede estar
intercalada de fracciones ricas en espermatozoides, sobre todo cuando se presentan
interrupciones en la eyaculación (Magapor, 2005).
3.5.4.4. Evaluación práctica del semen
La evaluación seminal es fundamental y ayuda a evitar problemas de fertilidad
en los verracos; las características de volumen del eyaculado, color, concentración de
espermatozoides (número/ml), motilidad y morfología espermática deben ser analizadas
de manera rutinaria y práctica, inmediatamente después de la recolección (Magapor,
2005).
A su vez Magapor (2005), señaló la valoración del semen puede hacerse para
propósitos descriptivos por los siguientes métodos:
9 Examen macroscópico
9 Examen microscópico
9 Pruebas especiales
3.5.6. Características macroscópicas del semen
3.5.6.1. Volumen
El volumen del eyaculado de un verraco depende de factores, tales como: edad,
raza, frecuencia de uso y condiciones ambientales (Velázquez, 2005). Se mide el
volumen utilizando para ello probetas o bolsas plásticas graduadas.
3.5.6.2. pH
La evaluación de la acidez o alcalinidad del eyaculado es de gran importancia y
debe realizarse inmediatamente después de la extracción, ya que pueden presentarse
variaciones amplias en poco tiempo (Roberts, 1971).
El mismo autor señaló que el pH en el verraco varía de 7 a 7,8 con media de 7,4
(ligeramente alcalino). La medición del pH se debe realizar con un peachímetro o con
cinta de azul de bromotimol, siendo más preciso el peachimetro.
3.5.6.3. Olor
El olor del semen de verraco es sui generis; en caso de contaminación con
orina, presentará modificaciones características, mayor volumen, escasa concentración y
un pH alto (Roberts, 1971).
3.5.7. Características microscópicas del semen
3.5.7.1. Concentración del semen
Según Tardif et al. citados por Henao et al. (2004), la concentración de
espermatozoides en un eyaculado es un indicador de la capacidad productora de
gametos en los túbulos seminíferos y, aunque no parece estar relacionada con la
fertilidad, afecta la tasa de dilución seminal y el número de dosis procesables de un
eyaculado.
La concentración espermática es una de las pruebas de análisis seminales más
importantes. Existe una variabilidad muy grande entre la concentración de un eyaculado
a otro, siendo importante conocer el número de espermatozoides por eyaculado, ya que
este parámetro influye en el número de hembras a inseminar. La concentración puede
calcularse por varios métodos a partir de una muestra de semen. Entre estos métodos
destaca la espectrofotometría, la colorimetría, la citometría de flujo y el uso de cámaras
de recuento celular como la de Burker, o la de Newbauer (Quintero, 2003).
Según Quinter (2003), para calcular el número de dosis para IA por eyaculado se siguen
los siguientes pasos:
(La
concentración
de
esp/ml)
=
1/5
Donde:
1/5.- Superficie contada en la cámara.
1/10.- Altura de la cámara.
No.
*
promedio
1/10
*
de
1/100
espermatozoides
ó
200
*
10
1/200 ó 100.- Grado de dilución del semen con la solución fijadora de
espermatozoides.
10.- factor.
3.5.7.2. Motilidad o movilidad
Paparella (1986), Indicó que la capacidad de movimiento de los espermatozoides
se valora como motilidad individual. Esta evaluación es cuanti-cualitativa, es decir, se
valora el porcentaje de espermatozoides en movimiento 0 al 100%) y la calidad se
determina en una escala de 0 a 5, siendo 0 el valor mas bajo y 5 al máximo para evaluar
el tipo de movimiento.
Por su parte Derivaux (1982), señalo que entre las pruebas realizadas para
determinar la calidad seminal, se cuenta con la de motilidad que se convierte en una
ayuda importante en su apreciación, siempre que se tenga en cuenta las condiciones
óptimas, puesto que hay factores internos como la edad, la estación y el reposo sexual;
este último como manejo influye presentando baja motilidad por el proceso de
hipermaduración espermática y por los procesos degenerativos que sufren las células
envejecidas.
3.5.7.3. Morfología (Atipias)
La evaluación morfológica de los espermatozoides a través del microscopio es
considerada como una excelente contribución a la predicción de la fertilidad de los
verracos (Fuentes, 1989).
Según (Fuentes, 1989), un eyaculado normal no debe contener más del 10% de
espermatozoides con alguna anormalidad, lo cual debe ser valorado rutinariamente
después de la recolección y antes de preparar las dosis para IA; para ello se emplean
técnicas de tinción totales que permiten observar el aspecto general de los
espermatozoides.
Una característica importante en la calidad seminal, es el porcentaje de atipias
presentes en un eyaculado ya que las dos funciones principales del espermatozoide
maduro, la motilidad y poder de fertilización depende de la estructura de la cabeza y del
flagelo (Derivaux, 1982; Paparella, 1996). Según Derivaux (1982) la anomalía de cola
se constituye en una de las primeras manifestaciones de la degeneración seminal, la cual
es normalmente debida a causas climáticas, nutricionales e infecciosas. El porcentaje de
atipias presentes logra una disminución considerable a medida que el reproductor
alcanza su madurez (Fuentes, 1989).
La prueba de identificación de anomalías se realiza en condiciones similares de
evaluación, evitando la presencia de errores reconociendo que esta práctica se lleva a
cabo en forma directa por identificación, hay o no hay una atipia especifica; no obstante,
no se cambia el evaluador, puesto que al ser diferentes evaluadores los errores que se
pueden presentar son de carácter subjetivo (Derivaux, 1982).
3.5.8. Anomalías espermáticas
Las anomalías que con mayor frecuencia suelen aparecer son las
correspondientes a la presencia de gotas citoplasmáticas tanto proximales como distales,
así como las colas en látigo. En ambos casos se trata de malformaciones de tipo
secundario que se producen durante la maduración de los espermatozoides en el
epidídimo (Magapor, 2005).
Puede darse la circunstancia que un mismo espermatozoide presente varias
morfoanomalías a la vez, en este caso se procederá contando cada una por separado y el
espermatozoide como una sola célula. De esta manera podría ocurrir (en casos muy
extremos) que el resultado del contaje de formas anormales fuera superior al 100%. De
todas formas, para considerar que un eyaculado es de óptima calidad, se recomienda que
el número total de formas anormales no exceda del 20% (Magapor, 2005).
Quintero (2003), reportó que existen diversos tipos de anomalías presentes en
espermatozoides de cerdo:
9
Espermatozoides con anomalías de cabeza.
9
Espermatozoides con anomalías de cola.
9
Espermatozoides con gota citoplasmática proximal.
9
Espermatozoides con gota citoplasmática distal.
También Quintero (2003), señaló que las diversas malformaciones presentes en
el eyaculado pueden ser clasificadas, en función del lugar donde se han originado, en
primarias y secundarias.
3.5.8.1. Malformaciones primarias
Quintero (2003), señaló aquellas desarrolladas en el testículo a lo largo de la
espermatogénesis o la espermiogénesis. Corresponden a anomalías de la cabeza, pieza
intermedia o inserción de la cola.
3.5.8.1.1. Anomalías del acrosoma
El acrosoma juega un papel fundamental en la fecundación y esta importancia
hace que convenga realizar una valoración específica del mismo. En un espermatozoide
que tenga el acrosoma en perfectas condiciones se pueden distinguir tres regiones
claramente diferenciadas en la cabeza: la zona acrosomal, con un borde apical, la zona
post-acrosomal y el segmento ecuatorial entre ambas. Las muestras seminales con alta
proporción de acrosomas alterados o ausentes suelen tener una fertilidad baja. Para
determinar el estado del acrosoma se han usado desde hace mucho tiempo diferentes
tinciones. Entre éstas se pueden señalar la tinción de eosina/verde rápido, Giemsa y la
de eosina/nigrosina (Hidalgo et al., 2009).
Si un espermatozoide tiene el acrosoma dañado, este no será fértil, por lo tanto
no importa que tenga una buena motilidad si igual no va poder fertilizar el óvulo. Los
daños del acrosoma (ver Figura) pueden ser por diversos factores, estos pueden ser
genéticos, por edad, por estrés térmico entre otros. Lo que hace que esta anomalía sea
un carácter de descarte para el verraco (Iñigo de Lanzagorta y López, 2007).
Figura 5. Acrosoma normal
Figura 7. Separación del acrosoma
Figura 6. Acrosoma con membrana
irregular.
Figura 8. Acrosoma reventado
3.5.8.1.2. Espermatozoides con cola en látigo
Iñigo de Lanzagorta y López (2007), señalaron que aunque se producen en su
mayoría en el eyaculado, cuando aparecen en gran número es preocupante ya que su
motilidad es casi nula y se asocia con la aglutinación, generalmente este gran número de
cola en látigo (Figura 9), se produce por golpes de calor, estados infeccioso,
tratamientos agresivos y vacunaciones con Aujezky.
Figura 9. Espermatozoide con cola de látigo
3.5.8.2. Malformaciones secundarias
Quintero (2003), afirmo que aquellas malformaciones desarrolladas en el
epidídimo a lo largo del proceso de maduración espermática, suelen corresponder a
presencia de gotas citoplasmáticas.
3.5.8.2.1 Espermatozoides con gota citoplasmática
Los espermatozoides inmaduros con gota citoplasmática proximal se originan en
el testículo y, a lo largo de su trayecto por el epidídimo, la gota citoplasmática se
desplaza hasta el anillo de Jensen. Una vez que los espermatozoides con gota
citoplasmática distal llegan la cola del epidídimo pierden la gota citoplasmática y toman
el aspecto de un espermatozoide maduro. Así pues, la mayor o menor presencia en el
eyaculado de las diversas tipologías de espermatozoides inmaduros permite conocer el
grado en que se ha satisfecho la maduración epididimaria del esperma; por ello, tendrán
mejor pronóstico de cara a la viabilidad de los espermatozoides y su capacidad
fecundante aquellos que presenten gotas distales que los que las posean proximales,
pues son células que han desarrollado en mayor grado su proceso de maduración
(Magapor, 2005).
Por otra parte, Iñigo de Lanzagorta y López, (2007) expusieron que ambos tipos
de gotas ya sea proximal o distal, indican que hay cierto grado de inmadurez por parte
del espermatozoide. Las gotas proximales situadas en el cuello, suelen ser asociadas a
menor motilidad y en muchos casos a problemas de aglutinación. Las gotas distales
están más cerca de su madurez completa y por ello no afecta la motilidad a menos que
su número sea excesivo.
El espermatozoide inmaduro suele ser más frágil que el espermatozoide maduro,
de manera que se pueden observar fracturas cefálicas transversales, longitudinales y de
cola (Magapor, 2005).
En cuanto a las gotas citoplasmáticas, se pueden observar formas anómalas
(gotas citoplasmáticas muy voluminosas), posiciones ectópicas (gotas al final de la
pieza principal) y anomalías numéricas (dos gotas, una proximal y otra distal). El origen
de las anomalías morfológicas, sobre todo las de tipo secundario y la falta de
maduración de los espermatozoides, suele ser una reducción del flujo de testosterona a
nivel testicular, teniendo esta su causa más habitual en situaciones de estrés o ritmos de
extracción inadecuados, tanto por exceso como por defecto (Magapor, 2005).
En los las figuras 10 y 11 se muestran los dos tipos de gota citoplasmática que
pueden presentar en el espermatozoide del verraco.
Figura 10. Gota C. proximal
3.5.8.3. Aglutinación
Figura 11. Gota c. distal
Este fenómeno puede darse como defecto propio del semen indicando una mala
maduración epididímica pero a menudo se encuentra relacionado con la presencia de
cuerpos extraños (ver Figura 12). Se produce por alteraciones de la membrana
espermática las cual se adhiere a la de otro espermatozoide. Esta adhesión también se da
entre gotas por ende es muy frecuente en gotas proximales (Iñigo de Lanzagorta y
López, 2007).
Figura 12. Espermatozoides aglutinados.
3.9. ANTECEDENTES
Según Serrano et al. (1989), en investigaciones realizadas sobre el estudio de
anomalías espermáticas de verracos en relación a la raza y época, encontraron
diferencias significativas para raza (P<0,05), tipo (P<0,01) y la interacción raza por tipo
(P<0,05) entre épocas. En relación con las épocas, se presentó un mayor número de
anormalidades durante el invierno (3531%) y menor en verano (2677%). Las razas
Yorkshire y Landrace presentaron el más alto nivel de anormalidades (P<0,05) en
comparación a las otras razas estudiadas. Igualmente, en relación con el tipo de
anormalidad con respecto al total, el mayor valor fue para cuello y pieza intermedia
(P<0,01).
Fuentes et al. (1992), afirmaron que la humedad relativa tiene un efecto mayor
(P<0,05) sobre las variables espermáticas al compararse con la temperatura que sólo
afectó a espermatozoides totales y al tiempo de eyaculación. Sin embargo, se pueden
observar efectos no significativos de ambas, sobre las demás características. Es de hacer
notar que las variables ambientales presentan un efecto negativo, aunque no
significativo, sobre la motilidad y la vitalidad. Los valores promedio ajustados de las
variables espermáticas distribuidas por trimestres presentaron diferencias significativas
(P<0,05) para el volumen. El mayor volumen (259,8 ± 14,5 ml) fue obtenido en el
primer trimestre (febrero, marzo, abril) que se caracteriza por las temperaturas más
altas. El volumen más bajo (206,8 ± 10,9 ml) fue obtenido en el segundo trimestre (m, j,
j) que corresponden la época lluviosa.
Rooke et al. (2001), probaron la incorporación de un 3% de aceite de atún a la
dieta de verracos. La proporción de DHA (ácido docosahexanoico) en el semen no se
incrementó hasta pasadas 5 o 6 semanas del comienzo del experimento. La
incorporación de aceite de atún aumentó la proporción de espermatozoides con
motilidad progresiva y con acrosoma normal, al tiempo que redujo la proporción de
células con morfología espermática anormal.
En cuanto al estudio comparativo de los fotoperiodos ambientales estacionales
se ha observado un incremento significativo del pH del eyaculado en los machos
(P>0,01), mientras que el volumen seminal se mantiene en animales expuestos al
periodo de otoño con valores similares en ambos tratamientos (P=0,165).
La
concentración espermática, la producción espermática y el número de dosis seminales
que se pueden preparar a partir de un eyaculado se duplican en los verracos sometidos al
fotoperiodo de primavera (P<0,01). La vitalidad y la motilidad espermáticas no
experimentan cambios significativos entre tratamientos (P=0,3440 y P=0,9220,
respectivamente). La resistencia osmótica de los acrosomas desciende únicamente en
los machos expuestos a condiciones estacionales de otoño (P<0,01). En referencia a la
morfología espermática aunque no se observan diferencias entre primavera y otoño
(P>0,05), sí se detectó un incremento de los porcentajes de espermatozoides inmaduros
y aberrantes en ambos fotoperiodos estacionales, y en especial en los machos expuestos
a condiciones fotoperiódicas de otoño. Según estos resultados, la calidad seminal de los
verracos es inferior en el fotoperiodo de otoño debido a un descenso de la concentración
y la producción espermáticas, un aumento del pH seminal, una disminución de la
resistencia de la membrana acrosómica y a un incremento en la frecuencia de
espermatozoides inmaduros y aberrantes (Sancho, 2002).
A su vez Sancho (2002), afirmó que en relación a los resultados obtenidos en el
estudio de los diferentes fotoperiodos artificiales se observa que la iluminación contínua
provoca un aumento significativo del volumen del eyaculado en el primer y segundo
mes de tratamiento (P>0,01), disminuyendo en el tercer mes. La oscuridad absoluta no
modificó este parámetro (P>0,05). En cuanto al pH seminal la iluminación continua
provocó un incremento progresivo del valor del pH a lo largo del periodo experimental
(P<0,0001), mientras que la oscuridad absoluta tiene un efecto más irregular. La
exposición de los machos a iluminación continua y a oscuridad absoluta se manifiesta
en un descenso de la concentración y la producción espermáticas que se mantiene hasta
el segundo mes de tratamiento (P<0,01), observándose un incremento en el tercer mes
de exposición de los machos a oscuridad absoluta (P=0,1010). Este descenso es más
severo en los machos sometidos a iluminación continua ya que no presentan
recuperación. La vitalidad y la motilidad espermáticas no se ven alteradas por la
iluminación continua y la oscuridad absoluta, ni tampoco el contenido de los azúcares
que se encuentran en mayor cantidad en el plasma seminal (P>0,05). La glucosa aparece
como un azúcar en menor cantidad y el mismo presenta concentraciones inferiores en
los tratamientos experimentales de luz continua y de oscuridad absoluta (P<0,0001 y
P=0,0002), respectivamente.
Rivera (2003), evaluó el efecto de la luz natural y de dos regímenes de luz
artificial sobre la calidad seminal del verraco. Las muestras de semen se obtuvieron de
un total de 30 verracos. De éstos, 14 estaban sometidos a un régimen de luz natural y 16
a un régimen de luz artificial. Los verracos del grupo de luz natural fueron sometidos,
durante la primera mitad del estudio, a un fotoperiodo creciente y a un fotoperiodo
decreciente durante la segunda. Los verracos del grupo de luz fueron sometidos, durante
la primera mitad del estudio, a un total de 9 horas de luz diarias y en la segunda mitad a
un total de 16 horas de luz diarias. El resto de condiciones de estabulación se
mantuvieron constantes durante todo el estudio para todos los animales. En el análisis
de resultados se observaron pocas diferencias significativas entre los diferentes
tratamientos lumínicos. Las diferencias estadísticamente significativas (P<0,05) se
observaron, casi exclusivamente, en los porcentajes de distribución de las
subpoblaciones espermáticas. Tampoco se observaron diferencias significativas entre
semen fresco diluido y semen conservado, excepto en los porcentajes de distribución de
las subpoblaciones.
Sulabo et al. (2003), determinaron el efecto de dos regímenes de alimentación
diferentes sobre el crecimiento, la producción de semen y su calidad y la longevidad de
los verracos en un centro de IA comercial. Para ello se utilizaron un total de 30 machos
seleccionados al azar y distribuidos en dos tratamientos experimentales. El tratamiento 1
(T1) consistió en un programa de alimentación de 3 kg/d para las 8 primeras semanas y
luego la alimentación fue ajustada de acuerdo a la condición corporal individual. En el
tratamiento 2 (T2), los machos fueron alimentados con 2,6 kg/d durante las 4 primeras
semanas hasta llegar a un PV alrededor de los 180 kg. De aquí en adelante los verracos
fueron alimentados con 2,7 kg/d durante el resto de período experimental. Los animales
se pesaron periódicamente para determinar la GMD periódica y global. Una vez a la
semana durante 16 semanas se recogieron muestras de semen de cada macho para
evaluar la producción y la calidad del semen en cada eyaculado. Se observó que al final
del período experimental, los machos del grupo T2 pesaban 14,5 kg más (P<0,15) que
los machos del grupo T1. Una mayor proporción de verracos del grupo T2 (73 vs 42%)
estaban activos al final del período experimental, lo cual aumentó numéricamente
(P>0,35) el promedio de días productivos (345 vs 279 días), las colectas de semen (58
vs 49) y el número de dosis producidas (1238 vs 1077). No se observó ningún efecto
sobre las características ni la calidad del semen para ambos grupos.
De La Vega y Cruz (2004), afirmaron que la adición en forma separada de
cafeína y de lactato al diluyente del semen produjo un rápido y notable incremento,
tanto en la impulsión flagelar como en la proporción de espermatozoides móviles. La
respuesta de los espermatozoides diluidos en diluyente base con cafeína o lactato es
inmediata y concuerda con trabajos previos realizados con semen de otras especies. La
motilidad, expresada en porcentaje de espermatozoides móviles, decayó en los tres
tratamientos a lo largo del periodo de conservación a 5°C, pero manteniendo una
diferencia favorable en los almacenados con aditivos (T1 y T3), la cafeína (T3) fue
superior al lactato (T1) únicamente a las 72 h. El agregado de lactato y cafeína a un
semen que se está aparentemente agotando luego de una conservación a 5°C por 48 h
(T4 y T5), permite una recuperación de la motilidad de manera casi instantánea; en el
transcurso del tiempo resulta más efectiva la cafeína (T5). Ésta conservaba, a las 72 h,
un 25% de formas móviles con una buena proporción de espermatozoides avanzando
vigorosamente, mientras que el tratamiento con lactato (T4) presentaba un 21% de
motilidad con movimiento oscilatorio y escaso movimiento progresivo. El tratamiento
testigo (T1) no tenía formas móviles o contenía muy pocas con movimientos
oscilatorios.
Un total de 30 verracos adultos de línea genética terminal, de un centro de
inseminación artificial del estado de Jalisco, fueron evaluados por Rocha et al. (2005).
Los verracos fueron distribuidos al azar en dos grupos experimentales: Grupo A,
verracos alimentados una sola vez al día con 2,75 kg de una dieta comercial con 12% de
proteína, con 50 ml de aceite refinado de atún. El grupo B (testigo), 15 verracos
alimentados con 2,75kg de la misma dieta comercial en igualdad de condiciones, con 50
ml de aceite acidulado. Los sementales fueron mantenidos en el régimen alimenticio
durante 16 semanas y fueron colectados en la semana 8 después de iniciado el
tratamiento. El semen fue evaluado inmediatamente después de la colección para
determinar su volumen, motilidad, concentración espermática y morfología. No se
observó ninguna diferencia estadística significativa en cuanto a la calidad del semen
fresco de los dos tratamientos después de la suplementación con el aceite de atún
(P>0,05). Sin embargo, en los estudios de motilidad e integridad acrosomal postdescongelamiento, se observó un incremento de 11,4 ± 3,2 % en la motilidad de semen
proveniente de cerdos tratados en relación a los no tratados.
Para Ferrero y Ortiz (2008), la suplementación de la dieta de verracos con ácidos
grasos omega 3 puede ser beneficiosa por que el semen de cerdo es rico en DHA (acido
decosahexaenoico), y porque, en otras especies, se han correlacionado disminuciones en
ácidos grasos de cadena larga con una menor producción y calidad del semen.
Añadido a esto, Hernández y Alemán (2008), afirmaron que al realizar el
análisis de los diferentes indicadores espermáticos, se pudo observar diferencias
significativas (P<0,01) entre las épocas en estudio, observándose un mejor
comportamiento en la época seca.
Strzezek et al. (2009), evaluaron el efecto de proporcionar un suplemento que
contiene ácidos grasos poli-insaturados y antioxidantes (PROSPERM) sobre la
bioquímica de las características del semen de verracos. Dos verracos sexualmente
maduros fueron alimentados con una dieta estándar (PROSPERM, 250 g diarios)
durante un período de 24 semanas. Los eyaculados recogidos antes de la administración
de suplementos se utilizaron como control. Se analizaron la calidad del semen y los
parámetros
bioquímicos.
El
suplemento
dietético
mejora
las
características
espermáticas, incluido el porcentaje de espermatozoides con membrana plasmática
intacta osmótica y la resistencia de la membrana acrosomal. Una mayor producción de
malondialdehido era coincidente con el aumento de la actividad de la superóxido
dismutasa en el plasma seminal y los espermatozoides después de 8 semanas de
suplementación. Estos cambios fueron acompañados por un alto contenido de proteínas
totales y de bajo molecular antioxidantes del plasma seminal. Se observó que la
administración de suplementos provocó mayor supervivencia de los espermatozoides de
los verracos durante el almacenamiento de la esperma. Estos resultados indican que la
administración de suplementos de PROSPERM en verracos tuvo un efecto beneficioso
sobre las características biológicas de los espermatozoides, lo que podría ser útil para la
preservación de semen a diferentes temperaturas.