1. Healthcare

Cómo realizar una abdominocentesis
Carla Cesarini Latorre LV, Dipl.ACVIM, Dipl.ECEIM
([email protected])
Indicaciones
Investigación diagnóstica de
-
-
Cólico: no siempre necesaria, de especial utilidad si no se tiene claro el diagnóstico una
vez explorado/sondado/palpado el animal y sobre todo si no se tiene claro el tratamiento
(médico o quirúrgico)
Pérdida de peso
Fiebre de origen desconocido
Una ecografía previa de la zona abdominal ventral puede tener ciertas ventajas:
o Evitar el bazo (en algunos animales o patologías puede extenderse hacia el lado
derecho del abdomen)
o Estimar el espesor de la pared abdominal (la pared muscular tiene un espesor
relativamente constante pero la capa de grasa retroperitoneal es muy variable y
puede ser sorprendentemente gruesa en algunos animales, incluso si
externamente son delgados). Especialmente útil en potros (espesor mínimo) y
burros (a menudo gran espesor).
o Localizar una zona más adecuada para el muestreo (zonas con acúmulos
visibles de líquido peritoneal o con intestino delgado con buena motilidad).
Contraindicaciones
-
Sospecha (ecográfica) de hemoabdomen (elevado riesgo de contaminación!).
Evitar en casos con elevado riesgo de penetración accidental de intestino, como
impactaciones de colon mayor o distensión visceral severa.
Tabla 1. Técnicas de abdominocentesis
Tipo
Ventajas
Técnica con
cánula mamaria
menor riesgo de enterocentesis
permite asegurar la penetración del abdomen en animales con mucha
grasa retroperitoneal, especialmente con una cánula larga (>10cm)
Técnica con aguja
más rápida
menos riesgo de contaminación sanguínea
Material necesario
-
Sistema de contención física (torcedor, potro de contención, contención manual) y/o
sedación (alfa 2 agonistas+/- tartrato de butorfanol)
Instrumento para afeitar el pelo (eléctrico o manual)
Material para desinfectar la piel con técnica de preparación quirúrgica (compresas,
clorhexidina/povidona yodada, alcohol/suero fisiológico)
Anestésico local (2-3 cc de lidocaína/mepivacaína 2%) en jeringa con aguja fina (23-25G)
y corta
Guantes estériles
Tubos de muestreo estériles: EDTA (citología, glucosa, lactato), sin aditivos (cultivo
bacteriano)
Si se utiliza la técnica con cánula:
-
Hoja de bisturí estéril (nº 11 ó 15)
Compresas estériles (por lo menos 2)
Cánula mamaria bovina de borde romo (de preferencia larga)
Si se utiliza la técnica con aguja:
-
Aguja estéril de 18G y 3,75 cm.
Preparación
1. Sujetar al animal mediante la técnica de contención escogida y/o administrar sedación
según necesidad.
2. Abordar en general el abdomen desde el lado derecho, manteniéndose a la altura del
hombro y mirando hacia la cola. Trabajar agachado y mirando el abdomen desde abajo
(no meter la cabeza bajo el abdomen!!). Si el caballo se encuentra en decúbito lateral, el
veterinario debe mantenerse del lado del dorso del caballo.
3. La localización típica para realizar una abdominocentesis se encuentra en la parte más
ventral del abdomen, unos 2-3 cm a la derecha de la línea media. En casos especiales
puede variar en función de una ecografía previa. Se afeita (generosamente) la
localización escogida y se prepara asépticamente.
Técnica
4. Colocarse los guantes estériles.
5. Localizar el lugar exacto donde atravesar la pared abdominal: evitar puntos con venas
superficiales para minimizar el riesgo de contaminación sanguínea.
6. (Técnica con aguja)
a. A criterio del veterinario se puede realizar una anestesia local previa (ver
técnica con cánula mamaria). Tomar un pellizco de piel en el lugar preciso de
inserción al mismo tiempo que se introduce la aguja perpendicularmente a la
7.
pared abdominal puede ayudar a minimizar la reacción del animal,
especialmente si no se ha realizado anestesia local.
b. Introducir la aguja por lo menos unos 5 mm antes de soltarla, para que se
sostenga gracias a la pared abdominal. Introducir progresivamente la aguja en
avances de unos 3-5 mm, observando durante unos 5-10 segundos si aparece
líquido en el cono de la aguja y rotándola para reorientarla antes de avanzar.
(Técnica con cánula mamaria)
a. Se inocula 1-1,5cc de anestésico local para formar una vesícula subcutánea
visible, se reorienta la aguja corta perpendicularmente a la pared abdominal en
el mismo punto y se infiltra el resto (1-1,5cc) en las capas musculares
abdominales.
b. Se atraviesa una gasa estéril con la cánula y se deja de lado para usar
posteriormente (ver Figura).
c. Se toma la hoja de bisturí por la zona media entre el pulgar y el índice, dejando
libre toda la parte cortante. Se recomienda posicionar la mano previamente en la
zona a incidir, con los dedos que no sostienen la hoja tocando la pared
abdominal (punto de apoyo) y la hoja de bisturí orientada perpendicularmente a
la pared abdominal a nivel de la vesícula de anestésico. Esto permite
incorporarse y levantar la cabeza en el momento de la incisión de la pared
abdominal, minimizando el riesgo de accidentes por patada. Una incisión rápida
y efectiva minimiza también la reacción del animal.
d. Se utiliza una gasa estéril para limpiar la contaminación sanguínea superficial
inmediatamente antes de introducir la cánula.
e. Se introduce la cánula previamente preparada y se avanza por la incisión
realizada con la hoja de bisturí en las capas musculares. Una vez introducida, la
compresa se desliza hacia arriba sobre la cánula hasta tocar la pared abdominal,
donde se mantiene con ayuda de la mano que sostiene la cánula. Esta compresa
permite absorber la contaminación sanguínea superficial y evitar que resbale por
la cánula y caiga en el tubo, estropeando la muestra.
f. Se toma la cánula con ambas manos y se empuja perpendicularmente a la pared
abdominal hasta atravesar el peritoneo y entrar en la cavidad abdominal. Este
momento suele reconocerse por un sonido seco, una pérdida de resistencia y una
ligera reacción dolorosa por parte del animal.
8.
Una vez retirada la aguja o la cánula puede aplicarse sobre el orificio cutáneo durante
unos segundos una compresa con el desinfectante usado inicialmente para preparar la
piel. Esto permite limpiar la sangre coagulada de la piel y ayuda a controlar el breve
sangrado cutáneo puede gotear al retirar la cánula.
9. En ambas técnicas, la toma de la muestra puede hacerse
a. por el propio realizador de la punción, con ayuda de una jeringa estéril o
tomando el tubo con la mano que no sostiene la aguja/cánula, que será
considerada a partir de entonces no estéril.
b. por un asistente, que sostiene el tubo abierto bajo la aguja/cánula.
Tabla 2. Posibles complicaciones de una abdominocentesis
Problema
Posibles causas
Solución
Ausencia de
muestra
No se ha penetrado el
peritoneo (falta de
avance del instrumento
o mayor espesor de la
pared abdominal)
Avanzar la aguja o cánula más profundamente (si se percibe una
resistencia en el extremo de la cánula pese a haber sentido que
se atravesaban capas, el extremo de la cánula no se puede mover
con extrema facilidad o no se obtiene líquido, es posible que no
hayamos atravesado el peritoneo).
Si creemos que quedan músculos por atravesar se recomienda
retirar la cánula, reforzar la profundidad de la incisión con la
hoja de bisturí, y repetir la operación.
Si se está usando una aguja, repetir la técnica con una cánula
(cánula permite más profundidad) o utilizar una cánula más
larga.
Una ecografía previa puede ayudar a estimar el espesor de la
pared abdominal y poder escoger la técnica más adecuada.
Hay poco líquido
abdominal y/o el
intestino bloquea su
salida
Reorientar la aguja/cánula, rotarlas suavemente, esperar 10-20
segundos para que el peristaltismo reposicione el intestino
(paciencia!)
Inyectar aire con una jeringa estéril puede ayudar al flujo de
líquido
Si pese a todos los métodos anteriores no se ha obtenido líquido,
mantener el borde de la cánula dentro de un tubo de muestreo
mientras se retira del abdomen (a veces al mover la cánula para
salir el líquido fluye o se pueden obtener algunas gotas).
Repetir la abdominocentesis en otra localización.
Contaminación Hemorragia superficial Permitir el flujo de líquido y cambiar el tubo de muestreo
(aspecto sanguinolento) cuando aparezca líquido no contaminado.
sanguínea
Si el aspecto hemorrágico es permanente o se mantiene al
repetir la abdominocentesis en otra localización, considerar
probable la diapédesis hemorrágica (el líquido es anormal por la
propia naturaleza de la patología abdominal).
Un “hematocrito” de la muestra será menor que un hematocrito
de sangre venosa.
Enterocentesis
Laceración/perforación
esplénica
(aspecto de sangre)
Tomar una muestra (EDTA, sin aditivos) y retirar el instrumento
de muestreo.
La muestra debería coagular en un tubo sin aditivos. Un
“hematocrito” de la muestra será mayor que un hematocrito de
sangre venosa.
En general, una hemostasia fisiológica controlará la hemorragia
sin necesidad de tratamiento adicional.
Repetir la abdominocentesis en otra localización.
Hemoperitoneo
La muestra no debería coagular en un tubo sin aditivos. Un
“hematocrito” de la muestra será muy parecido al hematocrito
de sangre venosa.
Administrar antibióticos de amplio espectro un mínimo de 3-5
días para prevenir una posible peritonitis por contaminación.
Técnica poco
cuidadosa, reacción
brusca del animal,
impactación o
distensión visceral
severa, mala suerte
Repetir la abdominocentesis en otra localización distante por lo
menos de unos 8-10 cm, si el aspecto del contenido abdominal
sigue siendo alimentario, considerar probable la peritonitis por
ruptura visceral.
Análisis del líquido peritoneal
Parámetros laboratoriales
Básicos
Aspecto macroscópico
Recuento celular/Concentración de proteína: permiten categorizar el líquido como
trasudado simple, trasudado modificado o exudado
Adicionales
Lactato: Aumenta en condiciones inflamatorias, isquémicas o sépticas. Valores
superiores a 2.0 mmol/L predicen con éxito lesiones intestinales estrangulantes
en aprox. 4 de cada 5 casos.5 Valor normal: 0,4-1,2 mmol/L (3,8-10,9 mg/dl).
Glucosa: Disminuye por consumo en condiciones sépticas. Diferencias de más de 50
mg/dl respecto a la glucosa sanguínea son muy indicativas de peritonitis
séptica.6 Valor normal: 88-115 mg/dl (3,9-8,2 mmol/L).
Citología: Permite identificar células anormales (p.e. neoplasias), bacterias, hematíes,
fagocitosis, morfología leucocitaria (toxicidad, degeneración). Ayuda a diferenciar
contaminaciones (sangre, bacterias) de patologías.
Cultivo bacteriano: Útil cuando la citología y el recuento/proteína son compatibles con una
condición séptica
Tabla 3. Cambios en el líquido peritoneal con diferentes problemas abdominales
Problema
Normal
Aspecto
macroscópico
Amarillo, claro
Recuento
celular total
(céls/microL)
< 5.000-7.500
(inferior al recuento
leucocitario
sanguíneo)
Concentración de
proteínas totales
(mg/dl)
< 2.5
Aspecto citológico
40-80% neutrófilos
20-50% células
mononucleadas
Absceso
abdominal
De amarillo a
marronáceo,
sanguinolento, más
o menos turbio
15.000-250.000
4.0-6.5
Predominio de neutrófilos
con leves cambios
degenerativos, posible
presencia de bacterias
intracelulares
Impactación
simple de intestino
grueso u
obstrucción de
intestino delgado
(sin tejido
desvitalizado)
Amarillo, claro
3.000-15.000
< 3.0
Predominio de neutrófilos
con buena morfología
Obstrucción
estrangulante de
intestino delgado
(estado avanzado,
prerruptura)
De rojizo a marrón,
más o menos
sanguinolento, de
turbio a opaco
> 5000-50.000
2.5-6.0
Predominio de neutrófilos
con cambios
degenerativos
moderados/severos
Enteritis anterior
Amarillo, turbio,
posiblemente
serosanguinolento
< 10.000
3.0-4.5
Predominio de neutrófilos
con cambios
morfológicos menores
Necrosis intestinal
(ruptura)
De naranja a
marrón o verdoso,
turbio, con posibles
partículas
alimentarias
> 150.000
5.0-6.5
Muy celular, > 95%
neutrófilos degenerativos.
Muchas bacterias Gram +
y -, extra e intracelulares
Contenido
intestinal
(enterocentesis)
Verde, turbio, con
muchas partículas
alimentarias
< 1.000
variable
Referencias
1. Stephen JO. Procedures in the adult horse: Abdominocentesis. En: The Equine Hospital
Manual. Ed: Corley K, Stephen J. Blackwell, 2008:16-18
2. Taylor FG, Hillyer MH. Alimentary diseases. En: Diagnostic Techniques in Equine
Medicine. Ed Saunders Co, 1997: 19-61.
3. Rose RJ, Hodgson DR. Alimentary System. En: Manual of Equine Practice, 2nd ed.
Saunders Co, 2000: 273-339.
4. Schumacher J, Spano JS, Moll HD. Effects of enterocentesis on peritoneal fluid
constituents in the horse. JAVMA 186: 1301-1303, 1985.
5. Burford JH, McKane SA. The use of peritoneal fluid lactate concentration to predict
the
likelihood
of
strangulating
or
otherwise
surgical
lesions.
http://www.liv.ac.uk/equinecolic/JB_predicting_lesions.htm
6. Van Hoogmoed L, Rodger LD, Spier SJ, et al. Evaluation of peritoneal fluid pH,
glucose concentration, and lactate dehydrogenase activity for detection of septic
peritonitis in horses. JAVMA 214:1032-6, 1999.