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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA
DE MÉXICO
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES
CUAUTITLÁN
“MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL”
DE
TITULACIÓN POR ACTIVIDAD DE
APOYO A LA DOCENCIA
QUE PARA OBTENER
EL
TITULO
DE:
MEDICA
VETERINARIA
ZOOTECNISTA
P
E
N
R
ALICIA
S
E
T
A:
ALCANTAR RODRÍGUEZ
ASESOR: MC. ROSALBA SOTO GONZÁLEZ
COASESOR : PhD. JOSÉ ALFREDO MEDRANO HERNÁNDEZ
CUAUTITLÁN IZCALLI, ESTADO DE MÉXICO.
2008
1
DEDICATORIAS
Es difícil dedicar este trabajo, comienzas a pensar a quien y por que, por lo que
empezare de acuerdo al orden en que aparecieron en mi vida o yo en la vida de ustedes.
A mi madre por darme la vida y apoyarme en medida de sus posibilidades, Elena por ser
como mi segunda madre, Laura gracias por tu ternura y bondad para mi y los demás,
Amanda mi t'suma la mas pequeña, akit paskiyan, hermanas las amo, a mis hermanos
Juan y Pepe. A mis sobrinos, Víctor y Anita, espero darles un ejemplo para que sepan
que se puede ser alguien, a pesar de muchas adversidades, los quiero. A mi amada FES
Cuautitlán, por darme un lugar para mi formación y superación. A mi Alfonso, gracias
por estar en mi vida, le has dado sentido, y sobre todo por tu gran apoyo, te amo, y a ti
el mas grande tesoro de toda mi vida a la que soñé, añore y espere con todo mi corazón,
Sofía, hija mía te amo.
A todos mis amigos, Marisol, Erendira, Lydia, Alejandro, Hugo, Samuel, Carlos,
Paulo, Martín, Mario y Oscar, gracias por ser mis cómplices en esta maravillosa
aventura.
Señora Bego, gracias por su apoyo y por formar al hombre que hoy es mi compañero.
Admiro la fortaleza de una mujer, que sola lo logro.
Juan Manuel y Lorenzo mis cuñados, por ser ya parte de mi familia, los quiero.
Con amor Ale.
2
INDICE
Practica I. Anatomía del aparato reproductor de los machos domésticos.
1
Práctica II. Anatomía de aparato reproductor de las hembras domésticas.
17
Practica III. Anatomía del aparato reproductor de machos y hembras.
Práctica en vivo. (Bovino)
30
Practica IV. Identificación de las estructuras ováricas en las diferentes
especies domésticas e identificación de ovocitos.
38
Práctica V. Endocrinología de la reproducción. Principales productos
hormonales y su aplicación en las diversas especies domésticas.
47
Práctica VI. Endocrinología. Evaluación de la respuesta superovulatoria
en ratas púberes tras la aplicación de Gonadotropina Coriónica equina
(eCG).
56
Práctica VII. Citología vaginal en perras.
61
Práctica VIII. Diagnóstico de gestación por ultrasonido en ovinos, caprinos
y caninos.
72
Práctica IX. Diagnóstico de gestación, por el método de palpación rectal en
vacas.
81
Práctica X. Diagnóstico de gestación por ultrasonido en vacas.
87
Practica XI. Identificación de los diferentes tipos de placentas en las
especies domésticas.
94
Práctica XII. Estudio de pelvimetría estática fetal, maniobras obstétricas.
105
Práctica XIII. Técnica de recolección de semen en bovinos, ovinos, caninos
114
y verracos.
Práctica XIV. Técnica de evaluación de semen en ovinos.
123
Práctica XV. Técnicas de conservación de semen. Preparación de
diluyentes.
133
Práctica XVI. Técnica de congelación de semen.
140
3
Práctica XVII. Técnica de Inseminación artificial en rumiantes.
148
Práctica XVIII. Recuperación, evaluación, clasificación y manipulación de
embriones.
154
Práctica XIX. Transferencia de embriones.
163
170
REFERENCIAS
4
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Anatomía de aparato reproductor del toro.
7
Figura 2. Anatomía del aparato reproductor del verraco.
8
Figura 3. Anatomía del aparato reproductor del garañón.
9
Figura 4. Anatomía del aparato reproductor del perro
10
Figura 5. Anatomía del aparato reproductor del gato.
11
Figura 6. Anatomía del aparato reproductor del carnero
12
Figura 7. Anatomía del pene en las diferentes especies domésticas
13
Figura 8. Aparato reproductor de la vaca.
21
Figura 9. Aparato reproductor de la yegua
22
Figura 10. Aparato reproductor de la cerda
23
Figura 11. Aparato reproductor de la perra
24
Figura 12. Aparato Reproductor de la coneja
25
Figura 13. Aparato Reproductor de la oveja y la cabra
26
Figura 14. Palpación de aparato reproductor de la vaca
32
Figura 15. Medición de circunferencia testicular
34
Figura 16. Estructuras ováricas.
41
Figura. 17. Técnica de recolección de ovocitos.
43
Figura 18. Aplicación de Gonadotropina Coriónica Equina (eCG)
en ratas púberes.
Figura 19. Colocación del hisopo para obtener la muestra de
mucosa vaginal.
Figura 20. Ecógrafo de tiempo real.
58
Figura 21. Tipos de transductores. Transabdominal y transrectal.
73
Figura 22. Esquema que muestra la colocación adecuada del
transductor y fotografía que muestra la presencia de placentomas
en una oveja.
Figura 23. Introducción de la mano en el recto de la vaca.
77
Figura 24. Emisión y recepción de ondas de ultrasonido desde un
transductor hacia los órganos reproductivos de la vaca.
Figura 25. Clasificación anatómica de las diferentes placentas.
90
Figura 26. Clasificación histológica de los diferentes tipos de
placenta.
Figura 27. Presentación del producto antes del parto.
Figura 28. Disposición normal del feto al momento del parto.
Figura 29. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
miembro anterior flexionado
99
67
73
83
96
106
108
109
5
Figura 30. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
miembros anteriores flexionados
Figura 31. Presentación transversal con posición lateral y postura
de miembros extendidos.
Figura 32. Presentación anterior con posición ventral y postura de
miembro derecho flexionado.
Figura 33. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
flexión de cabeza
Figura 34. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
flexión dorsal de cabeza y cuello (hacia arriba).
Figura 35. Presentación posterior con posición dorsal y postura de
miembros flexionados (Perro sentado)
Figura 36. Presentación transverso-dorsal.
Figura 37. Vagina artificial para la recogida del semen de toro.
Figura 38. Vagina artificial para ovinos.
Figura 39. Recolección de semen de verraco
Figura 40. Esquema comparativo de vivos y muertos con tinción de
Eosina-Nigrosina.
Figura 41. Cámara de Neubauer.
Figura 42. Pajilla de envasado.
Figura 43. Termo de nitrógeno liquido.
Figura 44. Técnica de Inseminación Artificial en vacas.
Figura 45. Forma de depositar el semen en el cuerpo del útero.
Figura 46. Técnica de Inseminación Artificial en ovejas y cabras.
109
109
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110
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117
127
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141
142
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151
151
6
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Anatomía de aparato reproductor del toro.
7
Figura 2. Anatomía del aparato reproductor del verraco.
8
Figura 3. Anatomía del aparato reproductor del garañón.
9
Figura 4. Anatomía del aparato reproductor del perro
10
Figura 5. Anatomía del aparato reproductor del gato.
11
Figura 6. Anatomía del aparato reproductor del carnero
12
Figura 7. Anatomía del pene en las diferentes especies domésticas
13
Figura 8. Aparato reproductor de la vaca.
21
Figura 9. Aparato reproductor de la yegua
22
Figura 10. Aparato reproductor de la cerda
23
Figura 11. Aparato reproductor de la perra
24
Figura 12. Aparato Reproductor de la coneja
25
Figura 13. Aparato Reproductor de la oveja y la cabra
26
Figura 14. Palpación de aparato reproductor de la vaca
32
Figura 15. Medición de circunferencia testicular
34
Figura 16. Estructuras ováricas.
41
Figura. 17. Técnica de recolección de ovocitos.
43
Figura 18. Aplicación de Gonadotropina Coriónica Equina (eCG)
en ratas púberes.
Figura 19. Colocación del hisopo para obtener la muestra de
mucosa vaginal.
Figura 20. Ecógrafo de tiempo real.
58
Figura 21. Tipos de transductores. Transabdominal y transrectal.
73
Figura 22. Esquema que muestra la colocación adecuada del
transductor y fotografía que muestra la presencia de placentomas
en una oveja.
Figura 23. Introducción de la mano en el recto de la vaca.
77
Figura 24. Emisión y recepción de ondas de ultrasonido desde un
transductor hacia los órganos reproductivos de la vaca.
Figura 25. Clasificación anatómica de las diferentes placentas.
90
67
73
83
96
7
Figura
Descripció
Incineració
Colocar
Disección
Depositar
Fin
de18.
la
en
eCG
SSF
nen
Aplicación
de
bolsas
del
las
el
Práctica
n
estructuras
de
recipiente
amarillas
material
Gonadotro
el
rojo
material
los
ováricas
Biológico
pina
biológico
desechos
Coriónica
punzo
Equina
cortantes
(eCG) en
ratas
púberes.
Figura 26. Clasificación histológica de los diferentes tipos de
placenta.
Figura 27. Presentación del producto antes del parto.
Figura 28. Disposición normal del feto al momento del parto.
Figura 29. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
miembro anterior flexionado
Figura 30. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
miembros anteriores flexionados
Figura 31. Presentación transversal con posición lateral y postura
de miembros extendidos.
Figura 32. Presentación anterior con posición ventral y postura de
miembro derecho flexionado.
Figura 33. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
flexión de cabeza
Figura 34. Presentación anterior con posición dorsal y postura de
flexión dorsal de cabeza y cuello (hacia arriba).
Figura 35. Presentación posterior con posición dorsal y postura de
miembros flexionados (Perro sentado)
Figura 36. Presentación transverso-dorsal.
Figura 37. Vagina artificial para la recogida del semen de toro.
Figura 38. Vagina artificial para ovinos.
Figura 39. Recolección de semen de verraco
Figura 40. Esquema comparativo de vivos y muertos con tinción de
Eosina-Nigrosina.
Figura 41. Cámara de Neubauer.
Figura 42. Pajilla de envasado.
Figura 43. Termo de nitrógeno liquido.
Figura 44. Técnica de Inseminación Artificial en vacas.
Figura 45. Forma de depositar el semen en el cuerpo del útero.
Figura 46. Técnica de Inseminación Artificial en ovejas y cabras.
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8
INDICE DE CUADROS.
Cuadro 1.Tamaño testicular aceptable en toros.
Cuadro 2. Tipos celulares que pueden aparecer en un frotis vaginal.
Cuadro 3. Calificación de motilidad masal.
Cuadro 4. Tasa de dilución para la elaboración de diluyente.
Cuadro 5. Diferentes estadios del desarrollo embrionario.
9
Práctica I. Anatomía del aparato reproductor de los machos domésticos.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de reconocer las diferentes estructuras del aparato
reproductor del macho, así como las glándulas sexuales accesorias del aparato genital
normal de macho.
GENERALIDADES.
El aparato reproductor de los machos domésticos esta integrado por dos gónadas, los
epidídimos, los conductos deferentes, el pene y el prepucio, así como glándulas sexuales
accesorias que forman el plasma seminal, importante para la viabilidad de los gametos
masculinos (Climent, 2005; Páramo, 2006).
ESCROTO.
Es un saco cutáneo de tamaño, forma y situación que se adapta a los testículos que
contiene. La piel del escroto es fina, plegable y casi sin pelo. Inmediatamente por
debajo de la capa externa cutánea se encuentra otra de tejido fibroelástico, llamada
túnica Dartos que pasa en el plano medio entre los dos testículos, de modo que el saco
escrotal está dividido en dos departamentos. Se encuentran 2 capas más, la primera es la
túnica vaginal común (parietal) localizada en la parte interna
de la aponeurosis
profunda del escroto y la túnica vaginal propia (visceral) muy ligada al testículo (Peter,
1976; Fradson, 1992).
TESTÍCULOS.
Son
órganos pares, productores de espermatozoides y de hormonas masculinas,
situados en el escroto, su forma es oval; en los rumiantes son alargados, en carnívoros
esferoideos. Dada su forma oval presenta dos polos, el que se relaciona con la cabeza
del epidídimo se denomina polo capital, el opuesto se relaciona con la cola y es el polo
caudado. Tienen un borde epididimario y un borde libre, además de contar con dos
10
caras, lateral y medial. Dentro del escroto, la orientación del testículo varia con las
especies, de forma que su polo caudado se encuentra ventralmente en rumiantes,
caudalmente en el garañón y carnívoros (perro y gato); En el verraco apuntan
dorsalmente (Asdown, 2000; Villar, 2004).
EPIDÍDIMO.
Consta de cabeza, cuerpo y cola. Su cola se une al polo caudado por el ligamento propio
del testículo. La situación del epidídimo varía en las distintas especies: en el garañón,
verraco y carnívoros se sitúa craneodorsalmente respecto al testículo; en el
toro
coincide con la línea media en dos mitades iguales, en el morueco es muy caudal y en el
macho cabrio ocupa una posición intermedia (Köing, 1979; Ashdown, 2000; Climent,
2005).
CONDUCTOS DEFERENTES.
Conectan la cola del epidídimo con la uretra pélvica. La pared de la última porción de
los conductos deferentes se engruesa por la presencia de glándulas ramificadas que
constituye las ampollas. Pueden presentar dilataciones laterales de su luz denominadas
divertículos de la ampolla. Pasada la ampolla, los conductos se adelgazan y en el
garañón y rumiantes se unen al conducto excretor
de las glándulas vesiculares,
formando un conducto común denominado conducto eyaculador que desemboca en los
orificios eyaculadores. La última porción del conducto deferente perfora la próstata en
todas las especies (Köing, 1979; Dyce, 1999).
GLÁNDULAS ACCESORIAS.
Se agrupan alrededor de la uretra pélvica. Presentan variaciones según las especies. En
el bovino, carnero, verraco, garañon, y caprino son: ámpulas, vesículas seminales,
próstata y bulbouretrales. El gato carece de las vesículas seminales, en el perro solo hay
próstata (Páramo, 2006).
VESÍCULAS SEMINALES.
Son pares y se sitúan dorsolateralmente al cuello de la vejiga, introduciéndose entre las
dos hojas del pliegue genital pero lateralmente al conducto deferente. En el garañón
11
tienen el aspecto de bolsas largas y amplias; en rumiantes son compactas y de superficie
lobulada, en el verraco son muy grandes y de forma piramidal. Los carnívoros carecen
de vesículas seminales (Carvajal, 2000; Climent, 2005).
PRÓSTATA.
Existe en todos los animales, está íntimamente relacionada con la primera porción de la
uretra. En los carnívoros presenta mayor tamaño relativo, decreciendo progresivamente
en este orden: garañón, toro, verraco, pequeños rumiantes. Consta de un cuerpo y una
porción diseminada. El primero consta de dos lóbulos, derecho e izquierdo (Dyce, 1999;
Carvajal, 2000; Climent, 2005).
GLANDULAS BULBOURETRALES.
Son pares y se encuentran dorsalmente a la porción caudal de la uretra pélvica. Son
pequeñas en el gato y están ausentes en el perro, en el verraco son cilíndricas y muy
largas de aproximadamente 15cm; en el toro y el garañón son esféricas (Köing, 1979;
Dyce, 1999).
URETRA.
La uretra es un conducto que se extiende desde la unión con la ampolla hasta la porción
terminal del pene, es un conjunto mixto para los sistemas reproductor y urinario. Tiene
una porción pélvica y otra peneana, ambas porciones tienen una mucosa constituida por
un epitelio de transición y glándulas uretrales en la lámina propia a nivel del orificio
uretral externo. La túnica muscular está constituida por fibras musculares lisas y tejido
cavernoso (cuerpos cavernosos) presente en el tejido conjuntivo por debajo del epitelio
(Köing, 1979; Habel, 1988; Dyce, 1999).
12
GENITALES EXTERNOS
PENE.
Es el órgano copulador del macho, está constituido de tejido eréctil y está unido a la
arcada isquiática de la pelvis por los pilares del pene. En los carnívoros es cilíndrico y
presenta hueso peneano, en el verraco y rumiantes es largo y delgado, de consistencia
firme aun sin erección, se dobla sobre si mismo formando la flexura sigmoidea:
preescrotal en el cerdo y retroescrotal en los rumiantes. La porción libre del pene del
verraco es afilada y torcida en espiral. En los pequeños rumiantes hay un proceso uretral
de aproximadamente unos 4cm. El pene cuenta consta de dos cuerpos cavernosos, la
uretra envuelta por su cuerpo esponjoso y el glande (Habel, 1968; Habel, 1988;
Climent, 2005).
PREPUCIO.
Es una vaina cutánea que cubre el glande y la porción libre del pene cuando no está en
erección. En el verraco presenta un amplio divertículo dorsal en el cual se acumulan
orina y desechos epiteliales. En el garañón es penduloso y con pigmentación oscura
(Ashdown, 2000; Villar, 2004).
13
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas, pipetas Pasteur, cajas de Petri, vasos de
precipitado, portaobjetos, cubreobjetos, microscopio estereoscópico y óptico.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disección, guantes de cirujano, hilo de
algodón, etiquetas adheribles, solución salina, jeringas de 3cm3 e insulinicas, bisturí,
pinzas, tijeras, agujas hipodérmicas de calibre 18.
MATERIAL BIOLÓGICO: Aparato reproductor de diferentes especies de machos
domésticos.
REACTIVOS: Solución salina, colorante de Eosina-Nigrosina, tinción de Wright.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositar el material biológico en las charolas.
3. Para proceder a la disección del material biológico, se requiere la utilización de
guantes de cirujano y el instrumental adecuado. Identificar, con ayuda de las
figuras 1 a la 7, el mayor número de estructuras del aparato reproductor del
macho.
4. Con ayuda de hilo y etiquetas señalar cada estructura que se identifique.
5. Se realizará un lavado del epidídimo con solución salina: se hará una serie de
cortes en la cola del epidídimo con la hoja de bisturí, posteriormente se hace un
lavado retrogrado desde el conducto deferente inyectando solución salina
fisiológica con una jeringa, el lavado se colectará en cajas de Petri. Después, se
pondrá una gota de este lavado en un portaobjetos y una gota de colorante
Eosina-Nigrosina, se mezclaran perfectamente, se hace el frotis, se seca al aire y
se observa al microscopio.
14
6. Realizar improntas comparativas, se hace una incisión a lo largo del testículo y
el epidídimo, se sujeta un porta objetos con la mano y se coloca sobre la
superficie del órgano presionando ligeramente, posteriormente se tiñe con la
tinción de Wright o una tinción similar.
7. El material biológico así como los guantes de látex utilizados en esta práctica se
depositarán en bolsas de plástico de color amarillo, para su destrucción por
cremación. Es importante destacar que estas bolsas serán llevadas por los
alumnos que se designen en el momento de la práctica por el profesor.
8. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará dentro de la
estufa, que se localiza en el laboratorio.
9. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
10. La limpieza y desinfección del área de trabajo, por parte de los alumnos, es de
suma importancia para mantener limpio el laboratorio.
11. Como punto final el profesor realizara la evaluación de la práctica.
15
Figura 1. Anatomía de aparato reproductor del toro.1
Recto
Ampolla
Vesícula Seminal
Próstata
Bulbouretrales
Vejiga
Flexura Sigmoidea
Pene
Glande
Conducto deferente
Plexo pampiniforme
Epidídimo
Testículo
Prepucio
1
Adaptado de: Páramo, 2006.
16
Figura 2. Anatomía del aparato reproductor del verraco (McGlone, 2003).2
Recto
Ampolla
Vesícula Seminal
Próstata
Conducto deferente
Bulbouretrales
Vejiga
Epidídimo
Divertículo prepucial
Testículo
Flexura Sigmoidea
Prepucio
2
Glande
Pene
Adaptado de: McGlone, J., Pond, W. 2003.
17
Figura 3. Anatomía del aparato reproductor del garañón.3
Ampolla
Recto
Vesícula Seminal
Próstata
Conducto deferente
Bulbouretrales
Vejiga
Epidídimo
Glande
Testículo
Pene
Prepucio
3
Proceso uretral
Adaptado de: Peter, C., Godoy, B. 1976.
18
Figura 4. Anatomía del aparato reproductor del perro4.
Recto
Próstata
Conducto deferente
Vejiga
Pene
Epidídimo
Prepucio
Bulbo del glande
Testículo
Glande
4
Adaptado de: Climent, S; Sarasa, M. 2005.
19
Figura 5. Anatomía del aparato reproductor del gato.5
Recto
Próstata
Bulbouretrales
Epidídimo
Testículo
Vejiga
Pene
Prepucio
Conducto deferente
5
Glande
Adaptado de: Climent, S; Sarasa, M. 2005
20
Figura 6. Anatomía del aparato reproductor del carnero.6
Recto
Ampolla
Vesícula Seminal
Próstata
Vejiga
Glande
Bulbouretrales
Pene
Flexura Sigmoidea
Conducto deferente
Epidídimo
Testículo
Proceso uretral
Prepucio
6
Adaptado de: Ashdown, R.R., Hafez, E.S.E. 2000.
21
Figura 7. Anatomía del pene en las diferentes especies domésticas.7
A. Pene de Toro.
D. Pene de Garañon.
B. Pene de Carnero.
C. Pene de Verraco.
7
E. Pene de Gato.
Adaptado de: Páramo, R. 2006
22
EVALUACIÓN PRÁCTICA I.
Nombre del alumno: ______________________________________
Marca con una “x” si la especie cuenta con la estructura y llena los espacios vacíos para completar el cuadro.
GLÁNDULAS ACCESORIAS
ESPECIE
AMPOLLA VESÍCULAS
SEMINALES
FLEXURA
PRÓSTATA BULBOURETRALES SIGMOIDEA
CARACTERISTICAS DEL
PENE
TORO
GARAÑÓN
VERRACO
MORUECO
MACHO
CABRIO
PERRO
GATO
23
Diagrama Ecológico Práctica I. Anatomía de aparato reproductor de los machos
domésticos.
Disección del material
Biológico
Lavado del epidídimo con
solución salina
Realizar impronta
Teñir con Writgh
Realizar frotis
El sobrante del lavado se
desecha en la tarja
Fin de la
práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
material biológico
el
Incineración
24
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACION ARTIFICIAL
PRÁCTICA I
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE LOS MACHOS
DOMÉSTICOS
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
25
Práctica II Anatomía de aparato reproductor de las hembras domésticas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de reconocer las diferentes estructuras donde se
lleva a cabo el proceso de la reproducción así como los anexos del aparato genital
normal de las hembras.
GENERALIDADES.
Conocer la anatomía de un aparato representa la base para su estudio, esto facilita la
comprensión de su funcionamiento. El sistema reproductor de la hembra, está formado
por un conjunto de órganos que tienen la función de producir, transportar y madurar los
gametos para hacer posible la fecundación, el mantenimiento de la gestación y el parto,
para perpetuar la especie. Las gónadas son un par de glándulas con doble secreción; La
exocrina que está representada por la producción y liberación de gametos así como la
endocrina por la síntesis y liberación de hormonas. Las estructuras tubulares son las
responsables del transporte y maduración de los gametos, del proceso fisiológico de la
fecundación y gestación, además de jugar un papel muy importante durante el parto. A
partir de la pubertad, hay cambios cíclicos, controlados hormonalmente, con
modificaciones reversibles e irreversibles de sus órganos (ciclo estral), cuya principal
manifestación externa denominada celo o estro (Climent, 2005).
El aparato reproductor de la hembra, está constituido por dos ovarios y las estructuras
tubulares que constituyen los oviductos, útero, vagina y vulva (Hafez, 2000; Schwarze,
1984). A excepción de la vulva, todos los órganos genitales de la hembra son internos,
es decir, se encuentran en el interior de las cavidades abdominal y pélvica (Dyce, 1999).
OVARIOS.
Son las gónadas femeninas; producen los óvulos que se liberan al oviducto. Son de
consistencia firme y su forma varía entre las especies, en rumiantes son ovalados y
pequeños, presentan una bolsa ovárica, cuya entrada es amplia y dirigida ventralmente;
26
en la yegua tiene una forma arriñonada, es importante destacar que en esta especie la
zona parenquimatosa que alberga los folículos se dispone en el centro del órgano y la
zona vascular en posición periférica; en la cerda tiene una forma oval con la apariencia
de un racimo de uvas, por el relieve que forman los folículos en desarrollo, la bolsa
ovárica es amplia, cónica y abierta ventralmente; en la perra y la gata son alargados y
planos, en la primera el ovario está completamente encerrado, en la bolsa ovárica, de
forma contraria en la gata esta parcialmente incluido en ella (Sisson, 1981; Climent,
2005).
OVIDUCTO.
Son tubos músculo-membranosos que transportan los óvulos hasta el útero. En el
extremo ovárico del oviducto se dilata en forma de embudo, éste constituye el
infundíbulo, su borde es dentado con una serie de eminencias puntiagudas denominadas
fimbrias. Su porción más estrecha es el orificio abdominal, este último da paso a la
ampolla, su luz se estrecha para dar paso al istmo, que termina a nivel de la porción
uterina en el orificio uterino (Fradson, 1992; Dyce, 1999).
ÚTERO.
Su forma y estructura es variable. Consta de cuello, cuerpo y cuernos uterinos.
El cuello uterino (cérvix) es la porción más caudal, conecta al útero con la vagina, su luz
se denomina canal cervical
que es característico en cada especie tanto por su
morfología como por su longitud. En la coneja se presenta una característica muy
particular, la presencia de dos cuellos uterinos (Fradson, 1992; Lebas, 1996).
El cuerpo del útero es un simple tubo musculomembranoso situado cranealmente al
cuello uterino y de longitud variable entre las diferentes especies (Fradson, 1992; Villar,
2004; Páramo, 2006).
Los cuernos en los rumiantes tienen forma espiroidal y presentan en la mucosa, como
carácter típico, los cotiledones uterinos. Éstos son eminencias ovales, en número
aproximadamente de cien, que están distribuidas de modo irregular sobre la superficie o
dispuestas en filas, unas doce, cabe señalar que el la vaca estos presentan una forma
convexa y las ovejas y cabras tiene una forma concava. En la yegua son rectos y tan
27
largos como el cuerpo. En la perra y la gata son largos y rectos. En la cerda son largos y
flexuosos, pudiéndose confundir con asas intestinales (Sisson, 1981; Villar, 2004).
VAGINA.
Es una formación tubular que junto con el vestíbulo y la vulva constituyen el órgano
copulador de las hembras, la porción vaginal del cérvix hace relieve en la vagina, dando
lugar a la formación de un receso anular, el fórnix vaginal, ausente en cerdas (Köing,
1979; Hafez, 2000).
VESTÍBULO VAGINAL.
Es una parte común a las vías urinaria y genital; se extiende desde el orificio uretral
externo a los labios de la vulva. En la vaca y en la cerda presenta un divertículo
suburetral inmediatamente caudal al orificio uretral (Habel, 1968).
Las glándulas vestibulares mayores (de Bartholin) se encuentran en la vaca, gata y
ocasionalmente en la oveja. Son dos masas glandulares compactas de unos 3 cm en la
vaca. Las glándulas vestibulares menores son numerosas y se localizan en las paredes
lateral y ventral del vestíbulo, en las especies restantes. En la perra y la yegua se
encuentran los bulbos vestibulares uno a cada lado (Dyce, 1999; Climent, 2005).
VULVA Y CLÍTORIS.
Como se mencionó con anterioridad, la vulva es el único órgano externo del aparato
genital. Consta de dos labios, derecho e izquierdo unidos dorsalmente por una comisura
dorsal redondeada y ventralmente por la comisura ventral, puntiaguda en todas las
especies domésticas excepto en la yegua, en la que ambas son redondeadas. La
comisura ventral contiene el clítoris, homólogo del pene del macho, está unido a la
arcada isquiática por dos pilares del clítoris los que confluyen el cuerpo del clítoris,
compuesto de tejido eréctil, que termina en un glande del clítoris (Ciria, 2000; Páramo,
2006).
28
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas, porta objetos, cajas de petri, cubre objetos,
microscopio estereoscópico y óptico.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disecciones, guantes de cirujano hilo de
algodón, etiquetas, solución salina, bisturí, pinzas, tijeras, agujas hipodérmicas calíbre
18.
MATERIAL BIOLÓGICO: Aparatos reproductores de diferentes especies de hembras
domésticas.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositarán el material biológico en las charolas.
3. Para proceder a la disección del material biológico, se requiere la utilización de
guantes de cirujano y el instrumental adecuado.
4. Identificar con ayuda de las figuras 8 a la 12, el mayor número posible de
estructuras del aparato reproductor.
5. Con ayuda del hilo y las etiquetas mencionar la estructura que se está señalando.
6. El material biológico así como los guantes de látex resultante de esta práctica se
depositara en bolsas de plástico color amarillo, para su destino final, la
cremación. Es importante destacar que éste será llevado por los alumnos que se
designen en el momento de la práctica por el profesor.
7. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará en la
estufa, que se localiza en el laboratorio.
8. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
9. La limpieza y desinfección del área de trabajo por parte de los alumnos, es de
suma importancia para mantener limpio el laboratorio.
10. Como punto final el profesor realizará la evaluación de la práctica.
29
Figura 8. Aparato reproductor de la vaca8.
Ligamento intercornual dorsal
Cuerno del útero
Carúnculas
Oviducto
Ovario
Cuerpo del útero
Cuello del útero
Fórnix vaginal
Vagina
Vejiga
Orificio uretral externo
con divertículo suburetral
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Glándulas vestibulares mayores
Clítoris
8
Adaptado de Sisson y Grossman. 1981.
30
Figura 9. Aparato reproductor de la yegua9.
Cuerno del útero
Oviducto
Ovario
Cuerpo del útero
Mesometrio
Cuello del útero
Vejiga
Vagina
Glándulas vestibulares
menores
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Clítoris
9
Adaptado de Schwarze 1984.
31
Figura 10. Aparato reproductor de la cerda10.
Oviducto
Cuerno del útero
Mesometrio
Cuerpo del
útero
Ovario
Bolsa
ovárica
Vejiga
Cuello del
útero
Uréter
Vagina
Orificio uretral externo
con divertículo
suburetral
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Clítoris
10
Adaptado de McGlone y Pond. 2003.
32
Figura 11. Aparato reproductor de la perra11.
Bolsa ovárica
Oviducto
Ovario
Cuerno del útero
Cuerpo del útero
Vejiga
Cuello del útero
Vagina
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Clítoris
11
Adaptado de Villar y López. 2004.
33
Figura 12. Aparato Reproductor de la coneja.12
Ovario
Oviducto
Cuerno del útero
Cuerno del útero
Cuello del útero
Cuello del útero
Vagina
Vejiga
Meato urinario
Vestíbulo vaginal
Glándula de Bartholin
Glándula prepucial
Labio de la vulva
Clítoris
12
Adaptado de: Lebas y Coudert. 1996.
34
Figura 13. Aparato Reproductor de la oveja y la cabra.13
Cuello del útero
Ovario
Labio de la vulva
Cuerno del útero
Vejiga
13
Clítoris
Vagina
Adaptado de: Delgadillo, J. A. 2005
35
EVALUACIÓN PRÁCTICA II.
Nombre del alumno.______________________________________
1. Llena los espacios vacíos con la información que se te pide.
ESPECIE
FORMA DEL OVARIO
TIPO Y CARACTERÍSTICA
DEL ÚTERO
FORMA DEL CÉRVIX
VACA
YEGUA
CERDA
PERRA
CONEJA
2. ¿Que es la fosa ovárica?
3. ¿En que estructura se lleva acabo la fecundación en las diferentes especies?
36
Diagrama Ecológico Práctica II. Anatomía de aparato reproductor de hembras domesticas.
Disección del material
Biológico
Descripción de las
estructuras ováricas
Fin de la
Práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
el material biológico
Incineración
37
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA II
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE LAS HEMBRAS
DOMÉSTICAS
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
38
Practica III Anatomía del aparato reproductor de machos y hembras. Práctica en
vivo.
Especie: Bovino.
Duración: 4 horas
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de evaluar aparatos genitales normales o sus
anomalías mediante la manipulación en vivo de los machos y hembras de los módulos
de producción de FES - Cuautitlán, así como el manejo adecuado de cada especie para
evitar accidentes tanto para el estudiante como para la especie de que se trate durante el
acceso al área genital.
GENERALIDADES.
Un arma importante para conocer el estado físico del aparato reproductor de los bovinos
es la palpación rectal, en las vacas, aporta información útil para el médico veterinario,
ya que se puede determinar la fase del ciclo estral en la que se encuentra, es posible
diagnosticar la gestación, y el estado general del animal en su etapa reproductiva, la
palpación es también empleada para la inseminación artificial, ya que el cuello se sujeta
por vía rectal para dirigir el catéter de inseminación entre los anillos del cérvix y así
introducirlo mas allá de éste, depositando de esta manera el semen directamente en el
útero (Gordón, 2006).
El aparato reproductor de la hembra puede ser examinado mediante la palpación rectal.
El vestíbulo, la vagina y la abertura externa del cuello del útero pueden ser examinados
mediante palpación manual o, visualmente con la ayuda de un vaginoscopio. Antes de
emprender estos procedimientos es importante realizar una inspección cuidadosa de la
vulva, perineo y superficies corporales (Noakes, 1999).
Se debe estar familiarizado con la disposición del aparato reproductor de la hembra, la
anatomía de los órganos abdominales y del esqueleto pélvico; el rumen se localiza de
39
lado izquierdo de la cavidad abdominal, los riñones son estructuras lobuladas del
tamaño aproximado de una manzana situados a los lados de la línea media y en lo alto
de la cavidad. El hueso pélvico es la mejor referencia, sobre todo el borde craneal
(Sorencen, 1984).
Es importante seguir una rutina regular observando la vulva para descubrir
manifestaciones de secreciones o flujos durante todo el proceso. La vagina es difícil de
identificar porque su pared es muy delgada y flácida, el cuello del útero es un elemento
importante de referencia, su relación con respecto al borde de la pelvis, su tamaño,
forma y el grado de movilidad. En novillas, el cuello del útero mide aproximadamente 2
a 3cm de diámetro y 5 a 6cm de longitud. La bifurcación de los cuernos uterinos se
identifica
justamente en posición craneal
con respecto al
cuello del útero
especialmente si se comprime contra el borde pélvico, en forma de una fisura o
hendidura antes de que se separen los cuernos, estos últimos se curvan inicialmente
hacia abajo y adelante y después hacia atrás y arriba cerca de la punta que está situada
de 5 a 6cm del cuello del útero. Por último, los ovarios se localizan más fácilmente
siguiendo los cuernos uterinos alrededor de la curvatura mayor y después dirigiendo
suavemente hacia atrás las puntas de los dedos en dirección al cuello del útero, se
determinará su posición, tamaño y naturaleza de las estructuras presentes sobre el
ovario, que pueden ser folículos, cuerpos lúteos, cuerpos albicans, folículos luteinizados
y quistes (Noakes, 1999).
En el toro se puede utilizar esta técnica, palpación rectal, para identificar las glándulas
bulbouretrales; se puede estimular a este nivel con un masaje suave y se logra que el
animal exteriorice el pene, entonces se puede explorar la mucosa.
Una técnica que parece ser de gran utilidad para estimar la eficiencia reproductiva con
base en la producción de espermatozoides, es la estimación del peso testicular a partir
de medidas in vivo de los testículos. El largo de los testículos se ha empleado para
estimar el peso de los mismos, pero presenta una limitante, ya que es difícil delimitar
los bordes exactos de la glándula por efecto del cordón espermático en la parte superior
y por el epidídimo en el extremo inferior. Otra medida es estimar el diámetro testicular a
40
través del escroto, ya que presenta una alta correlación con el peso de la glándula
(r=0.92) y con el número de espermatozoides producidos por eyaculado (r=0.76) y
(r=0.90). Sin embargo, esta medida puede verse afectada por la presencia de la lana en
el escroto, la grasa subcutánea y el grosor de la piel escrotal (Trejo, 1990; Aguirre,
2004).
Cuadro 1. Tamaño testicular aceptable en toros.
Edad del toro en meses
Circunferencia escrotal
mínima
Circunferencia escrotal
buena
12-15
30
>34
15-18
31
>36
19-21
32
>37
22-24
33
>38
Mayor de 24
34
>39
Figura 14. Palpación de aparato reproductor de la vaca.14
14
Adaptado de Chagoya. 1990
41
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Vaginoscopios, cubetas de 4 litros.
MATERIAL ALUMNO: Cuerdas, botas, overol, guantes de palpación, guantes de
látex, cubeta, jabón, toallas de papel, lámpara, espejo, cinta métrica.
MATERIAL BIOLÓGICO: Bovinos hembras y machos del módulo de bovinos de
leche del Centro de Producción Agropecuaria de la FES-Cuautitlán.
SOLUCIONES ANTISÉPTICAS. Yodo al 5%
PROCEDIMIENTO
1. Sujetar a la hembra, una por equipo de trabajo, asegurándose de que la
manipulación sea segura tanto para el alumno como para la vaca.
2. Colocarse los guantes de palpación y látex, si así lo prefiere, recuerde que la
mucosa de la hembra es una estructura muy delicada por lo que se pide tener
cuidado de no introducir la mano con uñas largas, pulseras, reloj o anillos.
3. Lubricar el guante antes de introducir la mano en el recto.
4. Ya en el interior, desplazar la mano sobre el piso del recto para identificar el
cérvix y las estructuras del aparto genital (Figura 15).
5. El siguiente paso será lavar con jabón y agua la vulva, secar con las toallas de
papel.
6. El vaginoscopio se desinfectará previamente, se le aplicará un antiséptico con
dos propósitos principales: lubricar y evitar un problema posterior de infección
para el animal, la forma adecuada de introducir el aparato es colocarlo de forma
vertical con el bisel hacia enfrente, se abren los labios de la vulva con una mano
y con la otra se introduce lentamente inclinándolo poco a poco, hasta llegar a
una posición horizontal, se introducirá con movimientos en semicírculo suaves,
una vez dentro con ayuda de una lámpara o un espejo (para reflejar la luz solar)
se revisara el cérvix y la mucosa vaginal.
42
7. Siguiendo las instrucciones de la primera parte, sujetar al toro, con el guante
lubricado, se introduce la mano y se palpan las glándulas bulbo uretrales; con
ayuda de un estimulo (masaje sobre las glándulas), el toro desvainará el pene.
8. La circunferencia testicular se mide utilizando una cinta métrica. Para facilitar la
medición se bajan los testículos jalando suavemente con la mano para que se
ubiquen en el fondo del escroto.
Figura 15. Medición de la Circunferencia Testicular.15
9. El volumen testicular se mide introduciendo en la cubeta los testículos, la
cantidad de agua sobrante en la cubeta se mide con una probeta, el cálculo se
hace, restando esta cantidad al volumen inicial.
15
Realizado por Alcantar, UNAM. 2007.
43
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA III.
1. Esquematiza el aparato reproductor de la vaca, señalando la relación anatómica
con otros órganos.
2. Realiza un dibujo de cómo se observa el cérvix a través del vaginoscopio.
3. Menciona qué es el neumo-recto y cual es la causa que lo ocasiona.
44
Diagrama Ecológico Práctica III. Anatomía de machos y hembras.
Práctica en vivo.
Palpación del aparato reproductor de la
hembra utilizando guante de palpación
y/o guante de látex.
Palpación del aparto reproductor del
macho utilizando guante de palpación
y/o guante de látex.
Fin de la práctica
Recolección de los
guantes en bolsas de
plástico
Incineración
45
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA III
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE MACHOS Y HEMBRAS.
PRÁCTICA EN VIVO.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
46
Practica IV. Identificación de las estructuras ováricas en las diferentes especies
domésticas e Identificación de ovocitos.
Duración: 4 horas
OBJETIVOS.
Que los alumnos reconozcan las estructuras presentes en los ovarios de diferentes
especies.
Identificar ovocitos, recolectados de ovarios de diferentes especies, para desarrollar la
habilidad de reconocer e identificar ovocitos.
GENERALIDADES.
El ovario se considera una glándula exocrina por la producción de ovocitos y endocrina
por la producción de hormonas esteroides que mantienen el desarrollo del aparato
reproductor. Las células germinales son las únicas estructuras del organismo que poseen
la capacidad de dividirse por meiosis sufriendo una reducción del número de
cromosomas, siendo responsables por la transmisión de la carga genética a los
descendientes (Banks, 1986; Hafez, 2000; Mesquita, 2006).
El ovario se constituye como un cuerpo ovoide en el que se puede distinguir una zona
gruesa periférica denominada corteza y una zona interna o médula. Recordando que en
la yegua presenta la disposición de forma inversa. La principal función del ovario es la
formación de ovocitos maduros para su expulsión hacia las trompas y su unión con los
espermatozoides (Banks, 1986; Moya, 2004).
El establecimiento de la actividad cíclica del ovario durante la pubertad, es importante
para la formación y liberación de los gametos, al igual que para el establecimiento de las
características de la madurez sexual. En la hembra, el sistema hipotálamo-hipofisiario se
desarrolla en ausencia de los estímulos hormonales. La producción de gametos se lleva
a cabo en el ovario embrionario por medio de la división meiótica de las células
47
germinales primitivas, la mitosis cesa con el nacimiento y en este momento ya existe él
número máximo de óvulos que la hembra tendrá en su vida; Cuando ocurre destrucción
de los gametos, el animal queda estéril. La meiosis, se detiene durante la etapa de
dictioteno (de reposo) y sólo se reanuda hasta que se presenta la pubertad (Hansel,
1981; Cunningham, 1999).
Los folículos ováricos se desarrollan en la corteza del ovario de hembras sexualmente
maduras y difieren entre sí por el tamaño de los ovocitos que contiene en su interior y
por el grado de diferenciación (Figura 16). Los folículos primordiales están formados
por una capa plana de células epiteliales, que en estadios más tardíos de su
diferenciación, se transforman en células de la teca interna, estos folículos contienen en
su interior la célula denominada ovocito. Tanto en las hembras prepúberes como las
púberes, se presenta el fenómeno de reclutamiento, que consiste en que un grupo de
folículos primordiales son activados para que sigan su desarrollo y se diferencien
(Köning, 2005; Trejo, 2008).
Los folículos secundarios (en crecimiento), también conocidos como antrales, se
componen de un epitelio estratificado de células poliédricas de la granulosa folicular
que rodean a un ovogonio. Todavía no se halla presente entre las células epiteliales una
cavidad llena de líquido, el antro. Se desarrolla una capa de glicoproteínas que se
denomina zona pelúcida que rodea a la membrana plasmática del ovogonio, cuando se
completa la formación de esta estructura, el ovogonio se convierte en ovocito primario.
Otra estructura que se forma en esta etapa es la corona radiada, ya que las células de la
granulosa que rodean inmediatamente al ovocito, se hacen prismáticas. Conforme
prosigue el desarrollo folicular, se forman pequeñas cavidades llenas de líquido (grietas)
entre las células de la granulosa folicular, denominándose por esto como antro folicular
(Priedkalns, 1980; Fernández, 2003; Trejo, 2008).
El folículo terciario o de Graaf, está formado por varias capas celulares de las cuales la
más interna es la capa granulosa, encargada de segregar el líquido folicular. Por fuera de
ella, existe una capa celulovascular que constituye las tecas foliculares. El ovocito está
situado en un cúmulo ovárico. El folículo de Graaf es el dispuesto para la ovulación. En
48
este momento, los componentes de las tecas han alcanzado su máximo desarrollo, la
interna esta formada por células fusiformes, que se asemejan a los fibroblastos; sin
embargo, son células productoras de estrógenos. La teca externa continúa con las
mismas características (Gürtler, 1979; Moya, 2004).
Una vez que el folículo ovárico ha alcanzado la madurez, el ovocito debe ser liberado
para su encuentro con el espermatozoide. Al proceso de salida del ovocito con los
componentes foliculares se le denomina ovulación, y para que ésta se produzca es
necesaria la lisis del folículo de Graaf. Se forma un estigma sobre la superficie del
ovario a modo de cono; posteriormente se rompe (cuerpo hemorrágico), dando lugar a la
salida brusca del ovocito, acompañado de la corona radiada, y es captado por la fimbria
del oviducto (Wittke, 1978; Moya, 2004).
La formación del cuerpo lúteo, comienza cuando la secreción de la granulosa cambia de
estrógenos a progesterona, conversión denominada luteinización de la granulosa, que se
debe a la oleada preovulatoria de LH. En algunas especies, la teca también contribuye a
la composición del cuerpo lúteo. Un coágulo de fibrina que se forma en la cavidad del
folículo colapsado sirve como base para que se desarrollen las células luteas. La
membrana que separa la granulosa de la teca se reorganiza y esto permite el crecimiento
de vasos sanguíneos hacia el interior del remanente folicular y así se vascularizan las
regiones tisulares que contiene las células de la granulosa y la teca. En muchas
especies, la oleada preovulatoria de LH determinan la formación y el mantenimiento
inicial del cuerpo lúteo (Hansel, 1981).
En el caso de que el espermatozoide no fecunde el oocito, el cuerpo luteo involuciona
rápidamente. Las células luteínicas se cargan de lípidos y degeneran, al igual que el
resto de los componentes, y el cuerpo lúteo se transforma en un tejido cicatrizal blanco,
conociéndose a partir de este momento como cuerpo albicans que con el paso del
tiempo migra hacia el interior del ovario y desaparece progresivamente. Si el cuerpo
luteo se mantiene por la fecundación y la anidación del embrión en el endometrio, las
células luteinicas se mantienen durante toda la gestación, denominándose cuerpo luteo
persistente (Moya, 2004).
49
Figura 16. Estructuras ováricas.16
Cuerpo albicans
Folículo atresico
Folículo de graaf
Folículo terciario
Folículo roto
Folículo secundario
Cuerpo luteo
Folículo primario
Cuerpo luteo en regresión
16
Adaptado de Fradson, R.D., Spurgeon, T.L. 1992.
50
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas, cajas de Petri, microscopio estereoscópico.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disección, guantes de cirujano, hilo de
algodón, etiquetas, solución salina fisiológica, jeringas 3 cm3 e insulinicas, bisturí,
pinzas, tijeras, agujas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Ovarios de diferentes especies de hembras domésticas.
REACTIVOS: Solución salina fisiológica, colorante rosa de bengala.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositar el material biológico en las charolas
3. Para proceder a la identificación de las estructuras ováricas, se requiere la
utilización de guantes de cirujano y el instrumental adecuado.
4. Con ayuda de hilo y etiquetas identificar la estructura que se está señalando.
(Figura 15)
5. En una caja de petri con solución salina fisiológica, se verterá unas gotas de
colorante rosa de bengala. Puncionar los folículos, con jeringa y aguja, y
depositar el contenido en la caja de petri; con ayuda del microscopio
estereoscopico identificar los ovocitos. (ver figura 17)
51
Figura. 17. Técnica de recolección de ovocitos.
6. El material biológico así como los guantes de látex resultantes de esta práctica,
se depositarán en bolsas de plástico de color amarillo, para su destino final, la
cremación. Es importante destacar que este material será llevado por los
alumnos que se designen en el momento de la práctica por el profesor.
7. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará en la estufa,
que se localiza en el laboratorio.
8. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
9. La limpieza y desinfección del área de trabajo es de suma importancia para
mantener limpio el laboratorio.
10. Como punto final el profesor realizará la evaluación de la práctica.
52
EVALUACIÓN PRÁCTICA IV.
1. Esquematiza de forma detallada las estructuras que conforman el folículo de
Graaf.
2. Define Gametogénesis.
3. Define Ovogénesis.
4. Define Foliculogénesis.
53
Diagrama Ecológico Práctica IV. Identificación de las estructuras ováricas en las
diferentes especies domesticas e identificación de ovocitos.
Depositar el material
biológico en charolas
Descripción de las
estructuras
Depositar en una caja de petri
solución salina fisiológica con
unas gotas de colorante rosa
de bengala
Punción de folículos de la
corteza ovárica, vaciar el
contenido folicular en la
caja de Petri.
Fin de la práctica
El sobrante de las cajas de
Petri se desecha en la
tarja.
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
el material biológico
Incineración
54
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA IV
IDENTIFICACIÓN DE LAS ESTRUCTURAS OVÁRICAS EN LAS
DIFERENTES ESPECIES DOMÉSTICAS E IDENTIFICACIÓN DE
OVOCITOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
55
PRÁCTICA V. Endocrinología de la reproducción. Principales productos
hormonales y su aplicación en las diversas especies domésticas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVOS.
El alumno aplicará su conocimiento sobre las hormonas y su uso en tratamientos para
resolver entidades fisiológicas y patológicas del aparato reproductor de diferentes
especies domésticas.
Que el alumno pueda seleccionar el producto hormonal de mayor conveniencia para su
práctica profesional, basándose en el conocimiento de los productos.
GENERALIDADES.
La endocrinología de la reproducción se refiere a la bioquímica, funcionamiento,
farmacología y biología molecular de las hormonas y sus receptores. Las hormonas
sintetizadas y secretadas por glándulas endocrinas son transportadas en el aparato
circulatorio para estimular, inhibir o interactuar con la actividad funcional o el órgano
blanco específico y producir una amplia variedad de respuestas (Hafez, 2000; Esperón,
2004).
Para comprender los mecanismos que gobiernan las funciones de la reproducción, es
necesario considerar la relación que existe entre la glándula pituitaria, el hipotálamo y
los centros superiores del encéfalo. Las hormonas de la glándula pituitaria regulan las
funciones de la reproducción y mediante el hipotálamo se consigue la integración global
de la actividad de la pituitaria con el comportamiento y rendimiento del animal (Hunter,
1987).
El hipotálamo forma la base del cerebro en la región del diencéfalo, una subdivisión del
proencéfalo, esta limitado frontalmente por el quiasma óptico, caudalmente por los
cuerpos mamilares y dorsalmente por el tálamo, la otra región que forma el diencéfalo;
esta parte del cerebro esta rodeada por liquido cerebroespinal del tercer ventrículo. La
56
hipófisis o glándula pituitaria está localizada debajo del hipotálamo en un hueco en
forma de nicho del hueso esfenoides conocido como “silla turca”, y se encuentra ligada
al hipotálamo. La hipófisis está formada por dos lóbulos distintos, la hipófisis posterior
o neurohipófisis y la hipófisis anterior o adenohipófisis. La hipófisis posterior es tejido
nervioso que se desarrolla a partir del diencéfalo; recibe hormonas que han sido
sintetizadas en las neuronas magnocelulares hipotalámicas, que son transportadas a lo
largo de los axones hasta la hipófisis posterior. La hipófisis anterior es tejido glandular,
subdividida en tres porciones conocidas como parte distal, parte tuberal y parte
intermedia. Esta es la glándula principal que produce una gran cantidad de hormonas
tróficas que estimulan la liberación de otras hormonas en varios tejidos diana (Hafez,
2000; Squires, 2006; Soto, 2008).
Las dos hormonas liberadas desde la hipófisis posterior son la oxitocina y la
vasopresina. La primera produce contracciones del músculo liso, incluyendo las células
mioepiteliales para la bajada de la leche y por su parte la vasopresina estimula la
reabsorción de agua del túbulo distal del riñón manteniendo la osmolaridad sanguínea.
La hipófisis anterior segrega seis hormonas: la Somatotropina, hormona del crecimiento
(GH); la hormona adrenocorticotropa (ACTH); la Tirotropina, hormona estimuladora de
la tiroides (TSH); la hormona folículo estimulante (FSH); la hormona luteinizante (LH)
y la hormona Prolactina (PRL) (Hunter, 1987; Squires, 2006).
El encéfalo recibe información del medio ambiente externo e interno del animal
mediante una gama completa de corrientes nerviosas sensitivas que llegan al mismo,
posteriormente el hipotálamo recibe la información adecuada que le transmite el
encéfalo, y la secuencia endocrina de respuestas tiene lugar desde el hipotálamo
(Hunter, 1987; Ruckeebusch, 1994; Soto, 2008).
57
MATERIAL DEL ALUMNO: Bata, cajas de productos hormonales de cualquier
laboratorio, vademécum veterinario.
PROCEDIMIENTO.
Los alumnos leerán las indicaciones de cada una de las cajas de medicamentos
hormonales y lo complementarán con el vademécum veterinario, para resolver las
siguientes entidades patológicas y fisiológicas, en los cuadros que continuación se
presentan. La evaluación de esta práctica comprende el correcto llenado de estos
cuadros.
58
Tabla 1. Diferentes entidades patológicas reproductivas.
ENTIDADES
PRINCIPIO
PATOLÓGICAS ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
1. Quiste
folicular
luteinizado
2. Quiste
folicular.
3. Ovarios
estáticos.
4. Piómetra.
5. Metritis.
6. Quiste lúteo.
7. Ovulación
retardada.
8. Tonificación e
involución
uterina.
59
Tabla 1. Continuación
ENTIDADES
PATOLÓGICAS
PRINCIPIO
ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
9. Endometritis.
10. Retención
placentaria
11. Corrección
del anestro.
12. Calor
silencioso.
13.
Mantenimiento
de la preñez.
60
Tabla 2. Entidades Fisiológicas reproductivas.
ENTIDADES
FISIOLOGICAS
PRINCIPIO
ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
1. Sincronización
de parto.
2. Sincronización
de calores.
3.
Superovulación.
4. Sincronización
de la ovulación.
5. Inducción a la
ovulación.
6 .Incrementar la
fertilidad en las
vacas.
61
Tabla 2. Continuación.
ENTIDADES
FISIOLOGICAS
PRINCIPIO
ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
7. Estimulación
de la génesis y
maduración del
gameto
8. Inducción al
aborto.
9. Control del
celo en perros.
10. Maduración
folicular.
11. Inducción de
la lactación.
12. Tonificación e
involución
uterina.
62
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA V
ENDOCRINOLOGÍA DE LA REPRODUCCIÓN. PRINCIPALES PRODUCTOS
HORMONALES Y SU APLICACIÓN EN LAS DIVERSAS ESPECIES
DOMÉSTICAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
63
Práctica VI. Endocrinología.
Evaluación de la respuesta ovulatoria en ratas púberes tras la aplicación de
Gonadotropina Coriónica equina (eCG).
Duración: 4 horas
OBJETIVOS.
Observar el efecto de la Gonadotropina Coriónica Equina (eCG) en los ovarios de ratas
en la etapa de pubertad.
Que el alumno conozca el empleo de la eCG en medicina veterinaria, como una
herramienta útil para el manejo reproductivo.
GENERALIDADES.
La yegua produce una gonadotropina llamada gonadotropina coriónica equina (eCG),
antes denominada gonadotropina sérica de yegua gestante - PMSG (Swenson, 1999). El
trofoblasto equino sintetiza esta hormona desde el día 35 hasta el 120 – 150 de la
gestación, la eCG ayuda a mantener el cuerpo lúteo durante las primeras fases de la
gestación porque su secreción empieza después de que se haya impedido la regresión
del cuerpo luteo. Sin embargo, la eCG juega un importante papel de inmunoregulación
durante la implantación que es el día 35 y en la formación de cuerpos luteos accesorios
(Hafez, 2000; Engelhardt, 2002).
La eCG fue descubierta por el profesor Harold Cole en 1930, cuando la sangre de
yeguas preñadas produjo madurez sexual en ratas inmaduras. Es una glucoproteína con
subunidades alfa y beta similares a las de LH y FSH pero con mayor contenido de
carbohidratos, en especial ácido siálico al que se le atribuye la larga vida media de la
eCG. Esta gonadotropina placentaria es secretada por el útero equino; las copas
endometriales se forman hacia el día 40 de la preñez y persisten hasta el día 85. Se ha
implicado a la eCG en el desarrollo folicular y la formación de folículos secundarios,
pero evidencias recientes refutan este argumento. Ahora se sabe que la eCG no tiene
64
propiedades similares a la FSH en la yegua, aunque las tenga en otros animales
domésticos, donde se utiliza para provocar una superovulación. Si es que tiene un papel
en el desarrollo folicular, esto ocurre únicamente mediante su acción sinérgica con los
pulsos naturales de FSH. La eCG sí que tiene efectos similares a la hormona LH
actuando como factor luteinizante en la formación de los cuerpos luteos secundarios, y
también podría estar implicada en parte en el
mantenimiento del cuerpo luteo
(Blanchard, 1998; Morel, 2005).
No obstante, la gonadotropina del suero de la yegua preñada suele calificarse como una
hormona de tipo “FSH”. El periodo de acción de esta hormona es bastante prolongado
debido a que no pasa el filtro renal y permanece en la circulación del animal inyectado o
en la sangre de la yegua gestante que la ha producido (McDonald, 1989).
Esta práctica está encaminada a probar la acción de la eCG en ratas jóvenes, los
alumnos tendrán un espacio para habilitarse en el campo experimental.
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Báscula granataria,
microscopio estereoscópico,
cajas de Petri.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disecciones, guantes de cirujano, jeringas
3cm3 e insulínicas, torundas impregnadas de alcohol, marcador permanente, torundas de
algodón.
MATERIAL BIOLÓGICO: 6 ratas hembras púberes, por cada 2 equipos de trabajo.
REACTIVOS: Solución salina fisiológica, Gonadotropina Coriónica equina (Folligon),
colorante Rosa de Bengala, cloroformo, xilacina, pentobarbital.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
65
PROCEDIMIENTO.
El procedimiento se divide en 2 etapas:
Etapa 1:
1. Identificar y pesar cada una de las ratas con ayuda de la báscula granataria.
2. Inyectar dos ratas con 0.3 ml de solución salina por vía subcutánea,
identificarlas con el número 1 y 2. Este será el grupo testigo.
3. Inyectar cuatro ratas con 0.3 ml de eCG por vía subcutánea (Folligon, 1000
UI/5ml), identificarlas con los números del 3 al 6. Este será el grupo
experimental.
Etapa 2:
1. Esperar de 48 a 72 horas para que actúe la eCG.
2. Al término de este tiempo se sacrifican las ratas aplicando un tranquilizante y
posteriormente una sobredosis de anestésico o bien en un frasco de vidrio se
pondrá una torunda impregnada con cloroformo.
3. A la necropsia, se identificarán los cambios a nivel de los ovarios
comparándolos con los de los animales del grupo testigo.
4. Extraer el aparato reproductor y depositarlo en cajas de Petri.
5. Con ayuda del microscopio estereoscópico se observará el desarrollo folicular
en los ovarios.
6. De ser posible, se hará la punción de los folículos para observar los ovocitos; se
depositarán en una caja de Petri que contenga solución salina con colorante rosa
de bengala y se observarán al microscopio estereoscópico para su identificación.
7. Recuerde hacer las anotaciones pertinentes para interpretar los resultados que se
obtengan.
8. La práctica será evaluada al que presentar un reporte escrito que contenga:
Titulo, objetivo, generalidades, material y procedimiento, interpretación de
resultados, discusión, conclusión y referencias, este reporte se entregará en la
próxima sección de laboratorio, por equipo.
66
Figura 18. Aplicación de Gonadotropina Coriónica Equina (eCG) en ratas púberes.
eCG
SSF
Inyectar eCG
Vía Subcutánea
Inyectar Solución salina
Vía Subcutánea
48 – 72 horas
Sacrificar a las hembras
A la necropsia revisar los cambios a nivel de aparato reproductor de las ratas
67
Diagrama Ecológico Práctica VI. Endocrinología. Respuesta ovulatoria en ratas púberes
posterior a la aplicación de Gonadotropina Corionica Equina (eCG).
Aplicación de la
hormona
Recolección de las
jeringas, agujas y frascos
vacíos
Sacrificio de las ratas
Incineración
Necropsia, disección del
aparato reproductor de la
hembra
Fin de la
práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo-cortantes
Depositar en bolsas amarillas los
cadáveres y los guantes de látex.
Incineración
68
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICAVI
ENDOCRINOLOGÍA. EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA OVULATORIA EN
RATAS PÚBERES TRAS LA APLICACIÓN DE GONADOTROPINA
CORIÓNICA EQUINA (ECG).
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
69
PRACTICA VII. Citología vaginal en perras.
Duración: 4 horas.
OBJETIVOS.
El alumno aprenderá a realizar un frotis vaginal, utilizar la tinción de Wright y de Shorr,
así como la interpretación de una citología vaginal en perra.
Conocerá la utilidad de esta técnica para determinar las diferentes etapas del ciclo estral
de las perras.
GENERALIDADES.
El ciclo estral es una secuencia coordinada de cambios ováricos, útero - vaginales y de
comportamiento, que se ha desarrollado en los mamíferos para asegurar la producción y
la fertilización de los gametos femeninos y el desarrollo intrauterino del feto (Jeffcoate,
2000). La influencia de las hormonas ováricas sobre el epitelio vaginal, ocasiona
cambios citológicos característicos que permiten determinar la etapa del ciclo estral en
la que se encuentra la hembra, por lo que es un método ampliamente utilizado en
medicina veterinaria (De Buen, 2001).
La citología vaginal proporciona información sobre la fase del ciclo estral, la presencia
de inflamaciones de la vagina o en el útero, si el cérvix está abierto, y de tumor venéreo
transmisible. La acción de los estrógenos sobre el epitelio vaginal provoca hiperplasia,
hipertrofia, queratinización y exfoliación de las células (Hansel, 1981; Jeffcoate, 2000;
Malcom, 1999).
Considerando que el metaestro empieza cuando la proporción de la células superficiales
en el frotis vaginal es de al menos el 20%, la ovulación tiene lugar unos 6 días antes del
primer día del metaestro (Jeffcoate, 2000; Radostits, 2002).
70
En fases de acción estrogénica mínima como el anestro, metaestro y la pubertad, las
células presentes en el frotis son las intermedias. Miden de 20 a 40 micras y varían de
acuerdo a su grado de maduración. Son redondas o poligonales de contornos bien
definidos, citoplasma abundante, éste dependiendo del pH celular, puede ser basófilo
(morado) o eosinófilo (rosa). Núcleo redondo u oval, con membrana definida se
observan cromócentros y cromatina sexual. Las parabasales son redondas u ovales de
tamaño variable miden de 12 a 30µ. El núcleo ocupa casi toda la superficie celular, su
citoplasma es escaso generalmente basófilo y ocasionalmente está vacuolado; puede
haber la presencia de neutrófilos.
Al iniciarse el proestro, las células se hacen mas diferenciadas y los tipos de células
epiteliales que aparecen son las superficiales, son las más maduras del epitelio, de forma
poligonal y miden de 35 a 45 micras. Tienen un citoplasma transparente y núcleo
picnótico. Como la madurez del epitelio rara vez se lleva a cabo en ausencia de
estrógenos, el núcleo picnótico es un dato de actividad estrogénica. En el citoplasma se
pueden encontrar pequeños gránulos ácidofilos con localización perinuclear o
periféricos, éstos contienen lípidos y su presencia es estrógeno-dependiente. También
hay eritrocitos y durante los primeros días pueden verse neutrófilos. Hacia la mitad del
proestro, los neutrófilos desaparecen, al igual de que las células parabasales y las
intermedias. Al final del proestro solo aparecerán células superficiales, aunque todavía
se pueden ver glóbulos rojos. La mitad del estro se caracteriza por la presencia de
células superficiales, la mayoría de las cuales son anucledas con el fondo del frotis
limpio y claro. Durante el estro puede o no haber presencia de eritrocitos.
En el diestro hay numerosas células intermedias y parabasales, un fenómeno
característico es el elevado número de neutrófilos al inicio de esta fase (Dellman, 1999;
Jeffcoate, 2000; De Buen, 2001; Radostits, 2002).
Las células basales o germinales son pequeñas, redondas u ovales, de tamaño uniforme
12 a 13 micras, con núcleo central de cromatina granular, a veces se observa un
nucleolo evidente y ocasionalmente se puede observar mitosis; el citoplasma es basófilo
71
y escaso. A partir de estas células se lleva a cabo la regeneración del epitelio, suelen
observarse en atrofia, vaginitis o cuando existen úlceras en la mucosa.
Las células naviculares son alargadas con forma de barco, tienen importancia en la
citología de hembras preñadas donde además tienen gran cantidad de glucógeno. Las
escamas son células muertas por lo tanto carecen de núcleo, representan la etapa final de
la maduración del epitelio vaginal. Otras células no epiteliales como los eosinófilos,
leucocitos, macrófagos y espermatozoides se pueden encontrar normalmente en los
frotis vaginales.
Los cambios citológicos en un frotis vaginal puede utilizarse para:
a) Monitorizar o detectar anomalías en las fases del ciclo estral.
b) Determinar el periodo para la cubrición.
c) Detectar cubriciones indeseadas.
d) Determinar la etapa del ciclo estral que es el objetivo principal que se busca en esta
práctica (Jeffcoate, 2000).
72
Cuadro 2. Tipos celulares que pueden aparecer en un frotis vaginal (Gadea, 2003).
Células
básales
Son las células mas jóvenes del epitelio
vaginal, precursoras de los otros tipos
de células, raramente aparecen en el
frotis. Son pequeñas, redondas,
regulares con núcleo grande y esférico.
Células
parabasales
Muy similares a las básales solo que
más grandes, pueden tener vacuolas en
su citoplasma, son uniformes en su
tamaño y forma.
Células
intermedias
Estas células varían en tamaño,
generalmente son del doble, en
comparación
con
las
células
parabasales, sus bordes van desde
redondeados hasta angulares. El núcleo
se observa ovalado y de menor tamaño.
Células
Son las más viejas del epitelio vaginal,
Superficiales tienen el núcleo pequeño, ovalado y
claramente picnótico. Su citoplasma es
abundante
y
queratinizado,
sus
contornos son irregulares, plegándose
hacia si mismos.
73
Escamas
Estas células están muertas, por lo tanto
carecen de núcleo, representan la etapa
final de la maduración del epitelio
vaginal.
Células
naviculares
Son alargadas con forma de bote, tienen
importancia en la citología de las
hembras preñadas, donde además tienen
gran cantidad de glucógeno.
74
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Porta objetos, microscopio óptico, lápiz punta de
diamante.
MATERIAL ALUMNO: Bata, guantes de cirujano, hisopos de algodón largos.
MATERIAL BIOLÓGICO: Perras prepúberes, púberes y en edad reproductiva.
REACTIVOS:
Solución
salina
fisiológica,
Colorante
de
Wright,
solución
amortiguadora (Fosfato monopotásico, 6.63 g; fosfato di sódico, 2.56 g; agua c.b.p.
1000 ml), tren de tinción de Harri-Shorr.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Se pide al dueño o encargado de la paciente que la sujete, para colocarle un
bozal, enseguida se sube en la mesa del trabajo, si el tamaño o el temperamento
de la perra dificultaran la toma de la muestra se realizará, sin subirla.
2. La toma de la muestra se realiza con un hisopo de algodón estéril con una
longitud mínima de 15 cm, humedecido previamente con solución salina
fisiológica.
3. Los labios vulvares se separan con una mano y con la otra se introduce el
hisopo, si la hembra es pequeña se introducirá aproximadamente 2 cm, en el
caso de perras de talla mediana se introduce solo hasta la mitad del tamaño total
del hisopo. Para evitar la fosa del clítoris se debe abrir un poco los labios
bulbares para ver el clítoris esto servirá para como referencia para no colocar en
este punto el hisopo.
75
4. Recoger la muestra mediante movimientos de rotación sobre la mucosa vaginal
(Figura 19).
5. Tras retirar el hisopo, éste se gira sobre un portaobjetos, ya identificado con
ayuda del lápiz punta de diamante, y se seca al aire si se utiliza la tinción de
Wright; si la tinción empleada es la de Shorr se fijará el frotis con alcohol.
Figura 19. Colocación del hisopo para obtener la muestra de mucosa vaginal.17
17
Adaptado de Sisson,1981
76
Tinción de Wright.
1. Se coloca el colorante sobre el frotis, cubriéndolo totalmente y se dejan pasar 2
minutos.
2. Se añade solución amortiguadora sobre el frotis, sin derramar el colorante
previamente colocado, durante 7 minutos, se observará sobre la superficie una
coloración metálica
3. Se decanta.
4. Se lava con agua de la llave por 30 segundos.
5. Se seca al aire.
6. Observar al microscopio.
7. Realizar la interpretación, para determinar la etapa del ciclo estral o alguna
posible alteración.
Tinción de Shorr (Gadea, 2003).
1. Hacer 10 inmersiones en Alcohol de 70º, cada inmersión dura 1 segundo.
2. Hacer 10 inmersiones en Alcohol de 50º
3. Hacer 10 inmersiones en agua destilada
4. Poner en Hematoxilina de Harris, durante 2 minutos
5. Se realizan 2 inmersiones en agua destilada(en dos recipientes diferentes)
6. 1 minuto en Alcohol amoniacal
7. Hacer una inmersión en agua destilada
8. Hacer una inmersión en Alcohol de 70º
9. 1 inmersión en Alcohol de 95º
10. Poner el frotis 2 minutos en colorante de Shorr
11. Hacer una inmersión en Alcohol 95º
12. Hacer una inmersión en Alcohol de 100º
13. Dejar secar y observar al microscopio.
77
EVALUACION DE PRACTICA VII.
EVALUACIÓN VISUAL.
1. Identifica la tinción utilizada en la muestra que se te presenta.
2. Identifica el tipo de célula que se te muestra a continuación.
3. Con las imágenes que se te presentan a continuación, determina la etapa del
ciclo estral en la que se encuentra la paciente.
4. Que recomendaciones darías al dueño de la paciente en caso de encontrar este
tipo de células.
78
Diagrama Ecológico Práctica VII. Citología vaginal en perras.
Toma de muestra vaginal con ayuda
de un hisopo largo.
Utilizar guantes de látex
Girar el hisopo sobre un porta
objetos y teñir.
Fin de la práctica
Depositar los frotis teñidos
en el recipiente de punzo
cortantes
Depositar los guantes y los hisopos
en una bolsa amarilla.
Incineración
79
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA VII
CITOLOGÍA VAGINAL EN PERRAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
80
PRACTICA VIII. Diagnóstico de gestación por ultrasonido en ovinos, caprinos
caninos y felinos.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Capacitar a los alumnos en la técnica de diagnóstico de gestación por ultrasonido en
ovejas, cabras y perras, considerando la eficacia, seguridad y costo de este método.
GENERALIDADES.
La ecografía de tiempo real, se aplica actualmente en la práctica veterinaria para el
diagnóstico precoz de la gestación, y para el reconocimiento y manejo de las
gestaciones. La mayoría de los dispositivos para ecografía de uso común son lineales, es
decir, emiten un rayo paralelo de ultrasonido que reproduce una imagen rectangular
(Allen, 1994).
La ecografía se basa en la capacidad de los tejidos y de las estructuras llenas de líquido
para reflejar o propagar las ondas sonoras. Un transductor o sonda emite un rayo sonoro
y la proporción del rayo que es reflejada hacia la sonda se transforma en impulsos
eléctricos que se manifiestan
sobre una pantalla en forma de una imagen en
movimiento. Las estructuras llenas de líquido no reflejan las ondas sonoras y aparecen
de color negro mientras que los tejidos densos como los huesos reflejan la mayor parte
del rayo sonoro y aparecen blancos. Otros tejidos se observan con distintas tonalidades
de gris dependiendo de su capacidad para reflejar los sonidos (Powell, 2000).
81
Figura 20. Ecógrafo de tiempo real.
Los
ultrasonidos
son,
sencillamente,
sonidos
de
muy alta
frecuencia,
de
aproximadamente 1. 5 - 7 (MHz), muy alejados de los que puede detectar el oído
humano. En los instrumentos empleados para el diagnóstico de la gestación y
determinación del número de fetos en el ganado ovino, los ultrasonidos se producen en
un instrumento conocido como transductor, que contiene un cristal o cristales piezoelectrónicos, que convierten la energía eléctrica aplicada en energía ultrasónica, o bien,
convierten la energía mecánica (vibraciones ultrasónicas) en energía eléctrica (Figura
21); por esto, el transductor puede utilizarse para transmitir ultrasonidos o para recibir el
eco de retorno (Fayez, 1994).
Figura 21. Tipos de transductores. Transabdominal (izquierda), transrectal (derecha)
82
En ovinos y caprinos, la ecografía, permite la visualización directa de los líquidos
fetales, las carúnculas y el feto; además, es posible detectar el número y la viabilidad de
los productos. El examen ultrasonografico en la oveja y la cabra puede realizarse de dos
maneras: una es aplicando la sonda en la porción ventral del abdomen (ultrasonografía
transcutánea), o introduciendo la sonda por vía rectal (ultrasonografía transrectal). En
general, el examen transrectal es más seguro que el transcutáneo hasta el día 35 de la
gestación, entre los días 35 a 70 ambos métodos son eficientes; el método transcutáneo
se prefiere durante la segunda mitad de la gestación. Las sondas (“scanners”) de 5 MHz
son las más apropiadas. La seguridad de un diagnóstico positivo de gestación al utilizar
la ultrasonografía transrectal puede exceder el 95%, alrededor del día 25 de la gestación.
El examen después del día 40 de gestación permite identificar correctamente a casi
todos los animales no gestantes. La ultrasonografía transcutánea permite alcanzar una
seguridad del 95%, para un diagnóstico positivo de gestación si se realiza entre los días
40 a 50, y después del día 50 está será del 99% (Ortega, 1999; Pérez, 2006).
Las pruebas de gestación contribuyen a la eficiencia de los programas de Inseminación
Artificial. Estas pruebas identifican a las hembras no gestantes, y permiten al productor
decidir entre reinseminar o no a las hembras vacías, utilizarlas en monta directa o
desecharlas. El uso de estas pruebas está frecuentemente relacionado con los costos y su
facilidad de empleo (Arbiza, 1986; Delgadillo, 2005).
El ultrasonido en escala gris y tiempo real es una herramienta diagnóstica invalorable en
las perras y gatas. La ultrasonografía en términos generales es tolerada mucho mejor
que la radiología, dado que rara vez es necesaria la inmovilización absoluta del animal.
Es más segura que las placas radiográficas para el propietario debido a la ausencia de
radiación ionizante.
En perras, el ultrasonido permite efectuar el diagnóstico desde el día 29 de la gestación,
se hace con la finalidad de revisar al mismo tiempo el estado de salud del útero y
determinar si la gestación es normal o se está desarrollando una seudogestación o una
piometra. El ultrasonido permite conocer si los fetos están vivos, el tamaño de los
mismos o las dimensiones e integridad de la pelvis (Páramo, 2006).
83
En las gatas las pruebas hormonales no tienen valor, el diagnóstico se establece en
función del examen clínico, radiográfico y más recientemente el ecográfico que permite
diagnosticar la gestación a partir del día 21-25. Los movimientos del feto aparecen el
día 28, a partir de la sexta semana, se perciben las diferentes partes del feto (Páramo,
2006; Valencia, 2006).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Ultrasonido de tiempo real, transductores de 3.5 y 5
Mhz.
MATERIAL ALUMNO: Bata, botas, overol, guantes desechables y guantes de látex.
MATERIAL BIOLÓGICO: ovejas, cabras, perras y gatas.
REACTIVOS: Gel para ultrasonido.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante para la mesa de trabajo
(hipoclorito al 1%), toallas de papel.
84
PROCEDIMIENTO
En ovejas y cabras.
1. Conectar el aparato de ultrasonido en una toma de corriente adecuada para evitar
daños, hay que tener la precaución de colocarlo en una base o mesa fija que
soporte el peso de éste, colocar el transductor transrectal para diagnóstico de una
gestación de poco tiempo o transabdominal para hembras con mas tiempo desde
la monta o Inseminación Artificial.
2. Esta práctica se realizará en los módulos de producción de la FES-C. Se
utilizarán las mangas de manejo de dichas instalaciones y se atenderán las
indicaciones de manejo de los encargados del módulo correspondiente.
3. El primer examen se realiza con el transductor transrectal, lubricando con el gel
para ultrasonido.
4. Se deberá identificar en el animal el lugar adecuado para la colocación del
transductor de 3.5 MHz para el método transcutáneo. El transductor se coloca en
la parte inferior del flanco derecho exactamente por un lado de la ubre, con 30º
de inclinación. Observar en el monitor para emitir el diagnóstico.
5. Identificar la unión de caruncula-cotiledón, con ayuda del ultrasonido medir el
diámetro de estas estructuras.
6. Identificación de estructuras como son: cabeza, columna, miembros anteriores o
posteriores, latido cardiaco.
7. Posibilidad de realizar conteo fetal.
8. Percibir movimientos fetales.
9. Se reportan los resultados del examen identificando a la paciente con su número
de registro, y solo se expresa como positivo (+), negativo (-), y en algunos casos
en los que se tenga duda se puede registrar como sospechoso, posteriormente se
realizará otro examen para dar un diagnostico más acertado.
85
Figura 22. Esquema que muestra la colocación adecuada del transductor (izquierda),
Fotografía que muestra la presencia de placentomas en una oveja (derecha De Lucas,
2007).18
En perras y gatas.
1. Se pide al dueño o responsable de la paciente que la coloque sobre la mesa de
exploración y que la sujete, si es necesario se le colocará un bozal para evitar
que lastime a alguien.
2. Si la zona ventral de la perra está cubierta de pelo se recomienda rasurar para
tener un mejor contacto, ya que el pelo dificulta el examen.
3. Se coloca el transductor de 3.5 MHz en la parte abdominal de la paciente,
previamente se pondrá el gél en el transductor, que facilita el contacto y se
observa en la pantalla del ae|arato la presencia de las vesículas amnióticas e
incluso los movimientos fetales.
18
Adaptado de De Lucas, 2007.
86
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA VIII.
1. Interpreta las siguientes fotografías que se representan a continuación.
a)
b)
c)
2. Que estructura se esta señalando con la flecha.
3. Esquematiza las partes del ecógrafo, mencionando las partes que lo integran.
87
Diagrama ecológico Práctica VIII. Diagnostico de gestación por ultrasonido en ovinos,
caprinos y caninos.
Corrales
Laboratorio
Sujetar a la oveja o
cabra
Sujetar a la perra y
ponerla en la mesa de
trabajo
Realizar el
gestación
Dx
de
Fin de la
práctica
Recoger cualquier desecho
generado: guantes, toallas de
papel, etc.
Limpieza y desinfección de
las mesas de trabajo
Depósito de basura
88
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA VIII
DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN POR ULTRASONIDO EN OVINOS,
CAPRINOS, CANINOS Y FELINOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
89
Practica IX. Diagnóstico de gestación, por el método de palpación rectal en vacas.
Duración: 2 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de diagnosticar por medio de la técnica de
palpación rectal las vacas gestantes.
GENERALIDADES.
El método mas popular y sencillo para la detección de la gestación, consiste en un
examen interno del aparato reproductor de la hembra por vía rectal, que se conoce como
palpación rectal. El diagnóstico precoz es de gran importancia en las especies de interés
zootécnico, ya que en éstas, en general, se intenta intensificar al máximo el ciclo
reproductivo limitando en la medida de lo posible los periodos de incertidumbre
(Camacho, 1995; Phillips, 2003; Gordón, 2006).
Palpación significa sentir y, obviamente, este método implica sentir el aparato
reproductor de la vaca en busca de signos de la preñez. Los signos iniciales de la
gestación pueden ser agrandamiento, desplazamiento, presencia de algún feto o de
hallazgos secundarios como líquido, placentomas y modificación de la arteria uterina.
La palpación rectal proporciona una exactitud superior al 95% siempre que como
mínimo se identifique un signo positivo (Sorensen, 1984; Noakes, 1999).
El cuerpo luteo de gestación, por palpación no es posible diferenciarlo de un cuerpo
luteo cíclico, sino hasta 3 semanas después de la cubrición o inseminación artificial.
Desde los 35-40 días de la gestación, es posible palpar la membrana del alantocorion; en
el tipo de placenta cotiledonaria, característica de la vaca, el alantocorion es la única
membrana unida al endometrio, por las carúnculas. Ésta se identifica como una banda
de tejido deslizante del punto de fijación, inmediatamente antes de la pared del cuerpo
uterino (Zemjanis, 1987; Gordón, 2006).
90
A los 45 días de preñez, la vesícula amniótica crece ya al tamaño de un huevo de gallina
(4cm). El útero todavía está en posición alta, dentro de la cavidad; el tono del útero
aumenta y los placentomas empiezan a formarse. Si se pone la mano por debajo del
útero se facilita sentir la estructura. A los 60 días, el útero comienza a colgar sobre el
borde pélvico a medida que el producto crece. Su forma es parecida a un plátano
aplastado en el cuerno donde se encuentra el feto de unos 6cm, con un cuerno más
pequeño y corto del otro lado, el cuello uterino se encuentra muy cerca del borde de la
cavidad pélvica. En 90 días, el becerro y los líquidos siguen aumentando midiendo ya
unos 15cm de largo, ya es posible palpar la cabeza, en esta fase el útero cuelga aun más
hacia la cavidad abdominal y un cuerno es considerablemente mayor en el otro lado. Su
forma es parecida a un guante de boxeo. A los 120 días, el feto ha crecido unos 25cm de
longitud y su cabeza es del tamaño de una lima, los cotiledones son firmes y son ya
palpables de unos 4cm con forma ovalada. Las primeras diferencias a partir de los 150
días y hasta el fin de la gestación se refieren al crecimiento del feto y al cambio de la
proporción de los líquidos y el feto (Sorensen, 1984; Herman, 1996).
Otra indicación de la gestación temprana, es el aumento considerable del flujo
sanguíneo de la arteria media. En condiciones normales se pulsa como una arteria
normal, pero cuando la gestación está avanzada, una ligera compresión revela una
sensación vibrátil, característica, que se conoce con el término de frémitus (Zemjanis,
1987; Peters, 1991).
Los falsos positivos se producen porque el útero es retraído para permitir una palpación
detallada, por involución uterina incompleta, presencia de piómetra o mucometra.
Asimismo, los falsos negativos se pueden producir porque los datos registrados sobre la
cubrición son incorrectos o la vaca ha sido cubierta o inseminada con posterioridad a la
fecha registrada (Noakes, 1999).
91
MATERIAL ALUMNO: Overol, botas, guantes de palpación, guantes de látex,
lubricante, cuerdas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Vacas en etapa reproductiva del centro de producción
bovina.
PROCEDIMIENTO.
1. Inmovilizar a la hembra con ayuda de una manga de manejo o con cuerdas,
colocar un bozal y fijarla en un lugar firme, puede ser un poste o tubo.
2. Colocarse el guante de palpación y de látex si así lo prefiere, se puede usar
cualquier mano. Recuerde voltear el guante para evitar que las uniones laterales
dañen la mucosa rectal.
3. Lubricar el guante de palpación, recuerde poner un poco de lubricante en la
parte dorsal de la mano, en la palma no es de utilidad.
4. Se toma la cola con la mano libre y se levanta, los dedos de la otra mano se unen
estrechamente adoptando una forma puntiaguda, de esta forma la mano se
inserta en el ano y recto con un empujón suave y firme, el movimiento debe ser
continuo hasta que llegue al codo, entonces se debe hacer un medio puño para
seguir penetrando esto evitara una perforación intestinal, como se muestra en la
figura 23.
Figura 23. Introducción de la mano en el recto de la vaca.
5. Si hay demasiado contenido fecal, trate de sacarlo con la mano en forma de
paleta para facilitar el proceso.
6. Identificar las estructuras del aparto reproductor, buscando signos de preñez: en
ovarios se busca la presencia de
cuerpo luteo, en cuernos, se realiza la
92
palpación de para identificar las membranas deslizantes en etapa temprana, mas
avanzada la gestación se palparan las carúnculas o incluso el producto.
7. Inmediatamente después de
realizado el diagnostico, se libera la hembra,
colocándola en su corral.
8. Cuide que en la zona donde se realizó el manejo, no queden los guantes
desechados o alguna basura. Estos desechos se colocaran en bolsas de color
amarillo y se llevaran al incinerador para su eliminación.
9. Como punto final los alumnos por equipo, entregaran un reporte de las
actividades realizadas, elaborando un formato, donde registren los datos del
animal, de la explotación, examen clínico, etc.
93
Diagrama Ecológico Práctica IX. Diagnóstico de gestación, por el método de palpación rectal en
en vacas.
Sujeción de las hembras
Palpación del aparato reproductor de la
hembra utilizando guante de palpación
con o sin guante de látex
Fin de la
práctica
Recolectar y depositar los guantes
en una bolsa amarilla.
Incineración
94
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA IX
DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN, POR EL MÉTODO DE PALPACIÓN
RECTAL EN VACAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
95
Práctica X. Diagnóstico de gestación por ultrasonido en vacas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO
El alumno aprenderá a realizar diagnóstico de gestación en vacas, con ayuda del
ecógrafo.
Conocerá las ventajas de la utilización del ecógrafo en su desempeño profesional.
GENERALIDADES.
La ultrasonografía o ecografía de ultrasonido en tiempo real es una valiosa tecnología
ampliamente utilizada durante los últimos 25 años para estudiar y evaluar las estructuras
anatómicas y el estado funcional del aparato reproductivo de los bovinos y de otras
especies de interés zootécnico. Tiene la propiedad de permitir observar los órganos
genitales en forma rápida, sin ocasionar daño alguno. Entre sus ventajas se encuentra la
posibilidad de realizar una evaluación más exacta y objetiva del útero y ovarios que
mediante la palpación rectal (Perea, 2000).
La ecografía o ultrasonografía es una técnica en la que se emplea ondas de sonido de
alta frecuencia para producir imágenes de los tejidos blandos y órganos internos, las
cuales podemos visualizar a través de la pantalla del ecógrafo. La aplicación del
ultrasonido en las especies bovina y equina corresponde a los años 80, sin embargo su
desarrollo y perfeccionamiento para el estudio de los eventos reproductivos se ha
acelerado en la presente década. La ecografía es una técnica de diagnóstico por imagen
sobre la base de la emisión de ultrasonidos y la recepción de ecos. Estos ecos se
producen por la reflexión de los ultrasonidos a nivel de los distintos tejidos. Cuanto
mayor sea la reflexión, mayor intensidad tendrán los ecos, pero menor cantidad de
ultrasonidos serán capaces de seguir avanzando y mandar información. En el formato de
imagen llamado modo B, estos ecos van e ser presentados como puntos de brillo, que
serán tanto más brillantes cuanto mayor sea la reflexión, y serán en una posición
96
proporcional al tiempo que han tardados en ser recibidos. La imagen ecográfica se
corresponde con el conjunto de puntos de brillo, que representa un corte anatómico de la
región examinada. Los órganos o tejidos serán hiper, hipo o anaecogénicos, según la
cantidad de ultrasonidos que reflejen. Sin embargo, en la imagen aparecen puntos de
brillo que no se corresponden con ecos producidos a nivel de estructuras reales del
paciente, son los denominados artefactos, y es importante conocerlos y aprender a
diferenciarlos de los ecos reales, para poder interpretar correctamente las imágenes
(Sorencen, 1984; Herman, 1996; Tamayo, 2000).
Es un excelente método que puede ser utilizado a partir del día 26 de gestación, en casos
que el objetivo principal es el diagnóstico temprano, pero es más exacto entre los días
30 y 75. La reproducción bovina cuenta con esta prueba diagnóstica directa que provee
información precisa de las estructuras del tracto reproductivo, lo que permite mejorar o
confirmar el diagnóstico y aún monitorear un tratamiento. Mediante el ultrasonido
pueden detectarse problemas reproductivos, ya que puede diferenciar pus y líquidos y
hacer un diagnóstico definitivo (Fricke, 2000). En la práctica es importante determinar
la presencia de un cuerpo lúteo funcional y la evaluación del embrión junto con la
visualización de los latidos cardíacos. La frecuencia del corazón disminuye de 188
latidos/ minuto el día 20 de la preñez a 145 aproximadamente el día 26 y luego se
mantiene prácticamente constante hasta los 2 meses. Es posible observar gestaciones de
menos de 18 días con un transductor de 7. 5 MHz y de 18 a 20 o más con 5. 0 MHz; sin
embargo, no es recomendable realizar diagnóstico de certeza antes de los 27 días. En
estos casos la imagen no es ecogénica y corresponde al líquido amniótico y alantoideo.
Alrededor de los días 25 - 27 se puede distinguir el embrión como un punto blanco
(ecogénico) dentro de una zona negra (anecogénica). El líquido alantoideo se
incrementa rápidamente después del día 28 y se extiende por todo el cuerno gestante.
Por su parte, la membrana amniótica se distingue nítidamente en las imágenes
ecográficas posteriores a los 30 días de preñez (Rodríguez, 2005; Gordón, 2006).
El funcionamiento del ecógrafo se basa en la emisión y recepción de ondas sonoras de
alta frecuencia (no audibles para el oído humano) desde un transductor de ultrasonido o
sonda, que se introduce en el recto a través de cuyas paredes se examinan los órganos
97
reproductivos de la vaca (Figura 24). Los impulsos de ultrasonido son emitidos y
dirigidos hacia el órgano evaluado gracias a los movimientos y variación del ángulo del
transductor dirigidos por el operador. Estos impulsos viajan a través de los tejidos a una
velocidad constante hasta encontrar un órgano en cuya superficie “rebotan” y regresan
en forma de eco al transductor. Como resultado de este mecanismo se forma una imagen
dinámica en la pantalla del monitor del equipo que muestra una delgada y profunda
área, como si fuera una rebanada, de la estructura o tejido que se está evaluando. Esta
imagen se observa en la pantalla de acuerdo a la densidad o dureza del tejido
examinado, en una variedad de tonos que van desde el negro (color como se observan
los líquidos) al blanco (los huesos y tejidos muy densos), incluyendo una amplísima
gradación de tonos grises (cuerpo lúteo, estroma ovárico, etc.). Las frecuencias mas
comúnmente usadas en la evaluación de los órganos reproductivos de grandes animales
como la vaca son 3. 5, 5. 0 y 7. 5 MHz. Las estructuras relativamente pequeñas, como
los folículos ováricos localizados más próximos del transductor se pueden estudiar con
una frecuencia entre 5. 0 y 7. 5 MHz. Por el contrario, grandes estructuras localizadas
cerca del transductor tales como fetos y úteros de mediana y avanzada gestación, se
observan mejor con frecuencias de 3. 5 MHz. (Perea, 2000; Gordón, 2006).
98
Cuello uterino
Recto
Vagina
Transductor de ultrasonido
Ondas de ultrasonido
Ecos de ultrasonido
Cuernos uterinos
Ovario
Figura 24. Emisión y recepción de ondas de ultrasonido desde un transductor hacia los
órganos reproductivos de la vaca (De Lucas, 2007).19
En el diagnóstico y valoración ecográfica del sistema reproductor de la vaca es
imprescindible lograr imágenes de alta calidad, disminuyendo la proporción de
artefactos, por lo que la preparación de la hembra a examinar y de las condiciones de
trabajo y protección contribuyen notablemente a obtener una mayor precisión en la
interpretación de dichas imágenes (Noakes, 1999; Tamayo, 2000).
19
Adaptada de De Lucas, 2007. Memorias de curso de ecografía. FESC.
99
MATERIAL DE LABORATORIO: Ultrasonido, transductor transrectal para bovinos.
MATERIAL ALUMNO: Overol, botas, guantes de palpación, guantes de látex,
lubricante, cuerdas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Vacas en etapa reproductiva del centro de producción
bovina.
DESINFECTANTE: Yodo.
PROCEDIMIENTO.
1. En la práctica de rutina, la ecografía se realiza parecido a la exploración del
sistema reproductor por vía rectal.
2. Generalmente no es necesario vaciar el recto de su contenido de heces.
3.
Previo a la introducción de la sonda se debe efectuar una breve exploración
rectal, con el propósito de conocer la ubicación del útero y de los ovarios, pues
no es recomendable palpar y hacer la ecografía simultáneamente, ya que el
ecografista debe concentrar su atención en la observación y valoración de las
imágenes registradas en la pantalla del ecógrafo.
4. Se precisa un buen contacto del transductor con la mucosa rectal para obtener
imágenes de mejor calidad.
5. La sonda se introduce por vía transrectal sujeta entre los dedos pulgar, índice y
la palma.
6. Se sitúa sobre la localización del útero y ovarios, desplazándola suavemente; con
movimientos controlados del transductor se logra una buena recepción
de
imágenes.
7. Un diagnostico positivo se determina con la presencia de estructuras tales como:
vesícula amniótica, localización de placentomas o el feto.
8. Se retira el transductor del recto de manera cuidadosa.
9. Antes de ser usado en otra hembra se debe limpiar con toallas desechables y
desinfectar con agua y yodo al 5%.
100
Diagrama Ecológico Práctica X. Diagnostico de gestación, por ultrasonido en vacas.
Sujeción de las hembras
Palpación del aparato reproductor de la hembra
utilizando guante de palpación con o sin guante de
látex, con ayuda de un transductor transrectal.
Fin de la
Práctica
Recolectar y depositar los guantes y
cualquier otro desecho en una bolsa
amarilla
Incineración
101
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA X
DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN POR ULTRASONIDO EN VACAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
102
PRACTICA XI. Identificación de los diferentes tipos de placentas en las especies
domésticas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad y habilidad para identificar las características
anatómicas, histológicas y obstétricas de los tipos de placentas en las diferentes especies
domésticas.
GENERALIDADES.
La clasificación de los mamíferos se basa en la naturaleza de las relaciones materno fetales: los mamíferos prototerianos o monotremas, incluyen al ornitorrinco y equidna,
quienes son ovíparos; los mamíferos metaterianos o marsupiales incluyen animales
como el canguro y la zarigüeya, estos animales forman un saco placentario vitelino
transitorio, sin embargo, no hay contacto íntimo entre las membranas fetales y la
mucosa uterina ya que no se trata de una placenta verdadera; el resto de los mamíferos
incluye a la subclase euteriana, éstos son los verdaderos mamíferos placentados. Las
membranas fetales (corion, amnios, saco vitelino y alantoides) y el endometrio,
contribuyen a la formación de la placenta, esto se lleva a cabo de modo particular o en
combinaciones específicas (Banks, 1988).
El aparato reproductor de las hembras mamíferas está constituido de tal modo que se
facilite la fertilización. El aparato permite el desarrollo del huevo fertilizado dentro del
útero; ahí, se desarrollan relaciones complejas entre los tejidos fetales y maternales. La
placenta es una edificación que tiene por misión realizar un estrecho contacto, de
naturaleza vascular, entre una parte específica de las membranas fetales y la superficie
endometrial en razón de permitir cambios nutritivos entre la madre y el feto. Además de
su función metabólica, la placenta constituye en cierta medida, y en función de su
estructura, un órgano de protección más o menos eficaz, según las especies, y está
provisto de una función secretora de naturaleza endocrina. En los animales domésticos
103
se emplea indistintamente los términos placenta y membranas fetales aunque en forma
estricta éstas forman parte de la placenta fetal (Banks, 1988; Fradson, 1992; Osnaya,
2008).
La placenta de acuerdo con la posición que el embrión ocupa con respecto a las paredes
del útero, puede ser: 1) central, en ésta el feto ocupará durante toda la gestación la
cavidad natural de la luz uterina, el sitio o sitios de adhesión pueden ser difusos,
cotiledonarios o zonarios; 2) excéntrica, en ésta el feto erosiona e invade la mucosa
uterina en un sitio especial, pero mantiene contacto con la luz uterina y sus fluidos a
través del saco vitelino; 3) intersticial, se caracteriza por la invasión completa del
blastocisto en la mucosa uterina perdiendo contacto con el lumen, la expansión de las
membranas fetales provoca que el lumen se oblitere durante la gestación (Ferrugem,
2006).
La clasificación anatómica de las placentas se basa en la forma del área o la distribución
de las vellosidades coriónicas en la superficie endometrial o las membranas fetales, se
conocen cuatro placentas principales: 1) difusa, en donde la mayor parte de la superficie
coriónica se cubre con pequeñas vellosidades o pliegues
que corresponden a
depresiones o surcos del endometrio como es en el caso de yeguas y cerdas; 2)
cotiledonaria o múltiple, ésta tiene vellosidades coriónicas restringidas a cierto número
de áreas ovales o circulares bien definidas, llamadas cotiledones, que se sobreponen en
áreas uterinas especializadas similares, conocidas como carúnculas. Los placentomas
son unidades placentarias formadas por la unión de cotiledones fetales y carúnculas
uterinas, características que se presentan las vacas, ovejas y cabras; 3) zonal, tiene
vellosidades agregadas a una banda, que rodea por completo (en perras y gatas) o de
manera incompleta (en hurón) la mitad del saco coriónico; 4) discoidal, se presenta en
roedores y primates, la placenta forma un disco oval en el corióalantoides por medio del
que se une con el endometrio, la conexión tiene lugar en una zona o zonas de forma oval
(De Alba, 1985; Banks, 1988; Ruckebusch, 2000; Ferrugem, 2006).
104
Figura 25. Clasificación anatómica de las diferentes placentas.
Placenta Difusa.
Placenta Zonal
Placenta Cotiledonaria.
Placenta Discoide.
Groosser en 1927, considerando las condiciones histológicas, por las que se realiza el
contacto entre la placenta fetal y la placenta materna por las vellosidades implantadas
sobre el alantocórion, diferenció los siguientes tipos:
1) La placenta epiteliocorial es muy rudimentaria y el intercambio de sustancias se
realiza con dificultad, los anticuerpos de la madre no puede pasar al feto, el cual
adquirirá la inmunidad pasiva después del nacimiento al tomar el calostro de la madre.
En este tipo de placenta únicamente existe una aposición entre las estructuras maternas
intactas y las estructuras fetales. El corion se adhiere contra el epitelio de la mucosa
uterina. Entre la sangre materna y la fetal existen seis estratos tisulares, de los que tres
pertenecen a la madre: endotelio vascular, tejido conjuntivo, epitelio del útero materno;
los otros tres pertenecen a la placenta fetal: epitelio del corion (trofoblasto), tejido
105
conjuntivo, endotelio de los vasos fetales. Esta placenta es característica de la cerda y la
yegua (Hunter, 1987; Banks, 1988; Vatti, 1992; Buxadé, 1995; Climent, 2005).
2) La placenta sincitiocorial (antes llamada sindesmocorial) se caracteriza porque el
trofoblasto provoca localmente la erosión del epitelio uterino, poniéndose en contacto
con el tejido conjuntivo de la mucosa uterina. Los intercambios se realizan aquí entre
las mismas capas, a excepción del epitelio uterino. Este tipo de placenta se observa en la
oveja, la cabra y la cierva, así como en algunas partes de la vaca (De Alba, 1985;
Geoffrey, 1990; Bowen, 2000; Igwbuike, 2006; Osnaya, 2008).
Durante el periodo de formación de las membranas la placenta crece rápidamente y
desarrolla muchos cotiledones. La placenta de ovejas o vacas puede formar hasta 150
cotiledones y son únicos para los animales en los que la unión de la placenta se limita a
las carúnculas. La placenta bovina esta constituida por muchas y pequeñas unidades
funcionales llamadas placentomas, cada una constituida por un cotiledón fetal y una
carúncula materna (Hill, 2001).
3) La placenta endoteliocorial, se presenta en los carnívoros, la erosión local provocada
por el epitelio del corion (trofoblasto) afecta al epitelio y al tejido conjuntivo uterino, de
manera que el contacto se establece entre el trofoblasto y el endotelio vascular materno.
Aquí el intercambio se realiza con mayor facilidad registrándose ya el paso de algunos
anticuerpos a través de la barrera placentaria, que en este caso consta de 4 capas
(Hunter, 1987; Banks, 1988; Vatti, 1992; Buxadé, 1995; Climent, 2005).
4) La placenta hemocorial, es característica de los primates y roedores e incluso en este
tipo de placenta se incluye al conejo. La erosión llega a destruir incluso el endotelio
vascular, poniéndose el corion en contacto directo con la sangre materna, extravasada
de los capilares para formar amplias lagunas sanguíneas, limitadas por el propio
trofoblasto, en las que se bañan las vellosidades coriales (Hunter,1987; Banks,1988;
Vatti, 1992; Buxadé, 1995; Climent, 2005).
106
Se tiene la clasificación de un tipo más de placentación, la placenta hemoendotelial,
Grosser menciona que en alguna zona circunscrita de la placenta de los roedores, hay
una unión aún más intima, por desaparición del epitelio y el mesenquima del corion,
entrando casi en contacto el endotelio vascular embrionario con la sangre materna, hay
que considerar que siempre existe una capa de células trofoblásticas entre el endotelio
del feto y la sangre materna (Climent, 2005).
De acuerdo a las modificaciones del endometrio, las placentas se clasifican en: semiplacenta o adeciduas, cuando el endometrio se mantiene casi intacto en la unión feto
útero materno y en el parto no genera perdidas tisulares importantes ni grandes
hemorragias, (yegua, cerda, vaca, oveja y cabra) y placenta completa o decidua, cuando
existe una amplia penetración de las vellosidades del corion con la consecuente
destrucción del endometrio ( carnivoros, primates y roedores) (Osnaya, 2008).
107
A. Placenta Epitelio-corial.
C. Placenta Endotelio-corial.
B. Placenta Sincitio-corial.
D. Placenta Hemo-corial.
Figura 26. Clasificación histológica de los diferentes tipos de placenta.
1. Endotelio de los vasos fetales.
2. Tejido conjuntivo del corion. 3. Epitelio del
corion 4. Epitelio del útero. 5. Tejido conjuntivo del útero. 6. Endotelio de los vasos
del útero. 7. Sangre materna. 8. Células trofoblasticas.
108
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disección, guantes de cirujano, hilo de
algodón, etiquetas, bisturí, pinzas, tijeras, aguja curva para sutura.
MATERIAL BIOLÓGICO: Aparato reproductor de diferentes especies de hembras
domésticas con gestación temprana.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositar el material biológico en las charolas.
3. Para proceder a la disección del material biológico, se requiere la utilización de
guantes de cirujano y el instrumental adecuado. Identificar el mayor número de
estructuras del aparato reproductor con gestación temprana.
4. Con ayuda de hilo y etiquetas anotar el nombre de la estructura que se está
señalando.
5. Cada equipo explicará, las estructuras que identifique en el material biológico, al
profesor y a todo el grupo.
6. El material biológico así como los guantes de látex resultante de esta práctica se,
depositarán en bolsas de plástico color amarillo, para su destino final, la
cremación. Es importante destacar que éste será llevado por los alumnos que se
designen en el momento de la práctica por el profesor.
7. El material utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón, inmediatamente
después se enjuagará con agua destilada y se colocará en la estufa, que se
localiza en el laboratorio.
8. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
109
9. La limpieza y desinfección del área de trabajo es de suma importancia para
mantener limpio el laboratorio. Las mesas se desinfectarán y secarán con toallas
de papel.
10. Como último punto se realizará la evaluación de la práctica mediante el llenado
del siguiente cuadro.
110
EVALUACIÓN PRÁCTICA XI
Completa el cuadro que a continuación se presenta, señalando con
una “x” los tejidos.
Clasificación
Tipo
Especies
Número
de capas
Epitelio
del útero
ÚTERO
Tejido
conjuntivo
FETO
Endotelio
Corion
Tejido
conjuntivo
Endotelio
Epitelio- Corial
Sincitio – Corial
Endotelio- Corial
Hemo- Corial
111
Diagrama Ecológico Práctica XI. Identificación de los diferentes tipos de placentas
en las especies domésticas
Depositar
el
material
biológico en charolas
Disección del material
Biológico
Descripción de los diferentes tipos
de placentas
Fin de la
Práctica
Limpiar y desinfectar las
charolas y mesas de trabajo
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
material biológico
el
Incinerar
112
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XI
IDENTIFICACIÓN DE LOS DIFERENTES TIPOS DE PLACENTAS EN LAS
ESPECIES DOMÉSTICAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
113
Práctica XII. Estudio de pelvimetría estática fetal, maniobras obstétricas.
OBJETIVO.
Capacitar a los alumnos en la atención y resolución de partos distócicos en las hembras
domésticas, con el fin de continuar con
la vida productiva de una hembra y la
viabilidad de su o sus productos.
GENERALIDADES.
La Obstetricia es la rama de la medicina que trata del embarazo, el parto y el puerperio,
que tiene como objetivo el nacimiento de un producto vivo con prevención de daño a
la madre. La Obstetricia animal nació de la necesidad del hombre de servirse de los
animales como productores de alimentos (carne y leche) y como animales de trabajo.
Las pérdidas que los trastornos del parto provocaban llevaron a los pueblos pastores a
intervenir para disminuir estas pérdidas y aliviar el sufrimiento de los animales. Por
ejemplo, ya en Antiguo Egipto, 300 años a C, se encuentran referencias de
intervenciones obstétricas mediante tracción. Ningún otro proceso vital tiene tantas
posibilidades de crisis como el nacimiento, pues significa para la madre y el feto un
gran esfuerzo (Ebert, 1990).
La fertilidad se refiere a que la hembra debe tener una gestación, un parto y puerperio
normal y dar una cría viva, además debe ser capaz de protegerla y alimentarla hasta que
ésta pueda valerse por sí misma. Esta definición recalca la importancia que tiene la
gestación, el parto y el puerperio, lo que indica lo indispensable que es cuidar de estas
etapas si se desea mantener la fertilidad en el rebaño (Weisbach, 1993)
El parto o la parición, se define como el nacimiento de un producto seguido de la
expulsión de la placenta. En la posición normal de nacimiento, el feto descansa en su
abdomen con las patas anteriores dirigidas hacia la abertura uterina (el cérvix) y su
cabeza descansando entre sus patas delanteras (figura 27). Solo el 5% de los partos
presentan una posición anormal, es decir solo un parto de 20 ( Peters, 1991). El parto
abarca los diferentes procesos fisiológicos por los cuales el útero expulsa el o los
114
productos. Para que el parto pueda ocurrir, es necesario que ocurran cambios, tanto en la
madre como en el feto (Cavestany, 2006).
Figura 27. Presentación del producto antes del parto.20
La atención del parto comienza con conocer
la historia clínica de la paciente, como
datos importantes podemos señalar la edad y número de partos de la hembra, historia
del parto previo , estado de salud en la última etapa de gestación, datos del servicio y
fecha esperada del parto, antecedentes del macho utilizado (Barberán,1981).
Las fases del parto se dividen en tres (Peters, 1991; Cunningham, 2003; Cavestany,
2006):
1. PREPARACIÓN. Es el tiempo necesario para la presentación del feto en el
canal de parto, así como la dilatación del cérvix. La presentación del feto se debe
a las contracciones uterinas de ligera intensidad, por otro lado, la dilatación es
causa de la presión que ejerce el feto y sus membranas una vez colocados en el
canal.
20
Adaptado de Peters, 1995.
115
2. EXPULSIÓN DEL FETO. Las contracciones uterinas continúan; así como las
contracciones abdominales, el feto pasa por el canal de parto y por ultimo se da
la expulsión. En esta etapa, el producto puede encontrarse aún en la segunda
"bolsa de agua" (fluido amniótico). Luego de que la cabeza ha pasado a lo largo
del canal del parto, el resto del cuerpo demanda generalmente poco esfuerzo
extra para ser expulsado.
3. EXPULSIÓN DE PLACENTA. En esta etapa las contracciones continúan para
que la placenta sea expulsada del útero.
Se debe de reconocer por medio de la palpación, la forma en que se presenta el feto en
el canal obstétrico o la estática fetal; esta estática se identifica como: presentación
posición, actitud o postura que son los términos descriptivos del producto (Grunert,
1976; Stephen, 1979; Cavestany, 2006)
1. PRESENTACIÓN. Esta es la dirección del feto con respecto a la pelvis de la
madre, con tres variantes, la anterior que presenta, manos y cabeza, la posterior
que presenta patas y cadera y la transversal que puede presentar vientre, lomo o
un costado.
2. POSICIÓN. Es la orientación longitudinal del feto respecto del sacro de la
madre, con tres variantes, ventral el producto está boca arriba, dorsal aquí está
boca abajo y lateral donde el feto está de lado.
3. POSTURA. Es la posición de las patas cabeza y cuello, se determina como
extendidos o flexionados.
La disposición normal comprende, presentación anterior con posición dorsal y postura
de miembros extendidos.
116
Figura 28. Disposición normal del feto al momento del parto.21
Distocia significa etimológicamente “parto difícil”; y en el lenguaje obstétrico se usa
para designar que no puede realizarse con las fuerzas de la madre solamente, por este
motivo es sinónimo de parto artificial o en otras palabras el parto que tiene lugar con
intervención manual o instrumental del obstétrico (Vatti, 1981; Sloss, 1987;Noakes,
1997; Estrada, 2006).
Las consecuencias de una distocia pueden llevar a la muerte fetal, reducción de la
fertilidad, esterilidad, incluso muerte de la hembra.
Las causas de distocia pueden ser maternas o fetales (Stephen, 1979; Estrada, 2006).
MATERNAS.
1.
Defectos del miometrio, hipocalcemia, torsión o ruptura uterina
2. Torsión o ruptura uterina
3. Inercia uterina primaria o secundaria
4. Canal pélvico inadecuado
5. Dilatación insuficiente del cuello
6. Estreches vulvar o vaginal
21
Adaptado de Peters, 1995.
117
FETALES.
1. Inmadurez fetal, presenta baja concentración de corticosteroides.
2. Fetos de gran tamaño
3. Presentación anormal
4. Muerte fetal
5. Deformaciones del producto conocidos también como monstruos
Presentaciones anormales del producto causantes de distocia.22
22
Figura 29. Presentación anterior con
posición dorsal y postura de miembro
anterior flexionado
Figura 30. Presentación anterior con
posición dorsal y postura de
miembros anteriores flexionados
Figura 31. Presentación transversal con
posición lateral y postura de miembros
extendidos.
Figura 32. Presentación anterior con
posición ventral y postura de
miembro derecho flexionado.
Imágenes adaptadas de Estrada, S. 2006.
118
Figura 33. Presentación anterior con
posición dorsal y postura de flexión
de cabeza
Figura 35. Presentación posterior con
posición dorsal y postura de miembros
flexionados (Perro sentado)
Figura 34. Presentación anterior
con posición dorsal y postura de
flexión dorsal de cabeza y cuello
(hacia arriba)
Figura 36. Presentación transversodorsal.
MANIOBRAS OBSTÉTRICAS
TRACCIÓN.
Es la acción de jalar el feto en forma rítmica, hasta lograr su expulsión, esta tracción se
puede lograr con cadenas obstétricas, con lazos obstétricos, de forma manual o
utilizando extractores mecánicos (Sloss, 1987; Noakes, 1997).
MUTACIÓN.
Es la manipulación necesaria para colocar en presentación, posición y actitud normales
al feto. Los movimientos incluidos en esta división son (Vatti, 1981):
a) Retropulsión: Hay que empujar al feto en la cavidad uterina en dirección al
diafragma, a fin de que se tenga espacio para maniobras de rectificación.
119
b) Rotación: Consiste hacer girar al feto sobre su eje longitudinal hasta la
posición dorso-sacra o lumbo-sacra y luego efectuar la extracción.
c) Versión: Es la rotación del feto de la presentación transversal sobre su eje
hasta la presentación anterior o posterior.
d) Reposición de las extremidades: Esta maniobra es necesaria siempre que los
miembros del feto obstaculicen el parto.
CESAREA (Barberán, 1981; Vatti, 1981).
Esta operación consiste en seccionar el útero mediante una incisión de la pared
abdominal para extraer los fetos, esta intervención quirúrgica, es utilizada como último
recurso cuando se presenta una distocia para tratar de salvar a la madre y a la cría.
FETOTOMÍA: Es la reducción del tamaño del feto seccionándolo, con el objeto de
permitir la extracción, esto en el caso de un producto no viable o muerto, que no puede
ser expulsado por la madre y que pone en peligro la vida de ésta (Sloss, 1987; Noakes,
1997).
PUERPERIO
Es el espacio de tiempo entre la expulsión de la placenta y la involución del aparato
reproductor a su estado anatómico y funcional previo a la gestación. Estos cambios son
el cierre del cérvix, aumenta el tono uterino, se reduce de tamaño y peso, se da la
involución del cuerpo luteo, reiniciándose la actividad ovárica. Uno de los principales
problemas del puerperio es la retención placentaria y las infecciones uterinas que siguen
casi siempre a un parto distócico y son una de las principales causas del aumento del
parámetro reproductivo de días abiertos (Olivera, 2006).
MATERIAL: Videos de obstetricia.
PROCEDIMIENTO.
1. Los alumnos acudirán a la sala de audio-visual a observar videos relacionados
con la práctica.
2. Al término de la práctica se comentará la información de cada uno de los videos
120
EVALUACIÓN PRÁCTICA XII.
1. Escribe la técnica de fetotomía que se presenta en el video.
2. Escribe una de las técnicas de cesárea que se presentan en el video de
obstetricia.
3. Realiza un cuadro sinóptico con todas las causas maternas y fetales de distocia.
121
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XII
MANEJO OBSTÉTRICO.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
122
Práctica XIII. Técnica de recolección de semen en bovinos, ovinos, caninos y
verracos.
Duración 4 horas
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la habilidad de recolectar semen de las diferentes especies
domésticas.
Recolección de semen de bovino.
GENERALIDADES.
En la producción de bovinos de leche y carne, el método de recolección en la vagina
artificial es de los más difundidos en la actualidad. El método consiste en permitir que
un toro monte a una vaca o un maniquí y que eyacule en la vagina artificial dirigiendo
el pene hacia dentro de ella. La vagina artificial consiste en un tubo cilíndrico rígido,
con un revestimiento de goma de una delgada pared, que forma una cámara que se llena
de agua a 42º C. Un extremo del cilindro va sujeto a un embudo de goma que sostiene
el receptáculo recolector (Salisbury, 1978). Para aumentar el volumen del eyaculado y
el número de espermatozoides eyaculados, los toros suelen ser estimulados antes de la
recogida (Sorensen, 1984; Noakes, 1999).
Antes de colectar el semen se deben tener en cuenta dos aspectos muy importantes, la
higiene y el estimulo del semental. Con anterioridad de la monta deberá bañarse al
semental o por lo menos lavar con agua y secar perfectamente el vientre y la zona del
prepucio; el mechón de pelos del orificio prepucial debe estar limpio y los pelos se
cortarán a una longitud de aproximadamente 2cm. Para estimular al toro se le permite
montar sobre el maniquí desviando el pene, tomando con la palma de la mano la piel
del prepucio sin ofrecerle la vagina artificial. La monta falsa aumenta la calidad del
semen con relación al volumen, la concentración espermática y la motilidad. En el toro
y otros rumiantes, la temperatura de la vagina es el estimulo más importante para la
eyaculación (Bayard, 2006).
123
La mayor parte del semen es recogido mediante la inducción a que el semental eyacule
en el interior de la vagina artificial, que se construye de tal forma que simula la
sensación de la vagina de la vaca (Peters, 1991).
Figura 37. Vagina artificial para la recogida del semen de toro.
En los ovinos y caprinos, la vagina artificial es una imitación de la vagina de la oveja y
de la cabra. El estimulo térmico (temperatura) es necesario para producir la eyaculación.
La hembra maniquí se debe sujetar a lo que se llama potro. La hembra no debe tener el
pelo o la lana muy largo, ni suciedad en la parte trasera. El operario se coloca en el lado
derecho del maniquí, agachado o en cuclillas y coloca la vagina artificial en el flanco
de ese mismo lado sujetándolo con la mano derecha, de tal forma de que el extremo
abierto quede mirando hacia el macho y abajo, con un ángulo de 45° aproximadamente.
La espita de la vagina artificial debe dirigirse hacia abajo para evitar su contacto con el
macho. El tubo recolector debe mantenerse firme y caliente sujetándolo parcialmente
con la mano. Cuando el semental entre en el recinto puede que muestre un
comportamiento cortés hacia la hembra, pero el operario siempre debe estar prevenido
a que el semental de inmediato pueda montar al maniquí. Cuando esto ocurra, el pene
erecto se dirige al extremo libre de la vagina artificial. Los movimientos vigorosos hacia
arriba y hacia delante significan que el macho ha eyaculado. Se debe permitir que el
macho retire el pene de la vagina antes de retirar ésta. Inmediatamente después de la
124
recogida la vagina artificial se cambia de posición, quedando el tubo en la parte inferior
a la vez que se sujeta con la mano (Sorensen, 1984; Evans, 1990).
Figura 38. Vagina artificial para ovinos.
La recolección de semen por estimulo eléctrico, se realiza con ayuda de un estimulador
accionado con baterías que proporciona una salida de 10 o 15 voltios. Cuando el recto
del macho está seco, se recomienda utilizar los 15 voltios. El macho se coloca de cubito
lateral, sobre el suelo, el prepucio se debe limpiar perfectamente, la sonda se lubrica con
vaselina y se introduce en el recto a una profundidad de 15 a 20cm. Cuidando no
lesionar la mucosa.
En los caninos, la extracción debe realizarse en un ambiente tranquilo colocando al
perro sobre una superficie donde no pueda resbalar (Laurence, 2000). El semen, se
recolecta aplicando un masaje manual sobre la porción caudal del bulbo del glande. Para
recolectar el semen se introduce la mano enguantada desde la parte posterior entre las
patas del perro, mientras que la parte caudal del bulbo del glande se estimula aplicando
un masaje manual a través del prepucio. Cuando se logra la erección parcial, la vaina
prepucial se desliza hacia atrás liberando el bulbo del glande y el pene se da vuelta, tal
como ocurre durante el apareamiento natural (Allen, 1992; Farstad, 2000; LindeForsberg, 2006).
125
En los verracos cuando están habituados a saltar, la extracción del semen se puede
realizar en un potro fijo en un sitio específico o una sala de recolección. El ritmo de
colección comienza una vez a la semana y posteriormente se realiza con un intervalo de
4 y 7 días. Todo el material que se que entre en contacto con el semen debe estar
limpio y esterilizado y a una temperatura de 37º C. El eyaculado se recogerá
directamente en un vaso de precipitado o en recipientes desechables (vaso o bolsa de
plástico) situados dentro de un termo para mantener la temperatura cercana a los 37º C.
A la vez, sobre el termo se coloca una gasa, que actúa como filtro para que durante la
recolección se impida la mezcla de la fracción espermática del eyaculado con el gel y
la tapioca. Cuando el verraco está sobre el potro y extrovierte el pene, se fija con la
mano
el tirabuzón,
manteniéndose así
procurando que el eyaculado caiga sobre el recipiente,
durante toda la eyaculación (Martín,
2000). Otra forma de
recolectar semen de verraco es también la utilización de un maniquí que lleva montada
una vagina artificial con el recipiente colector de semen (König, 1979).
Figura 39. Recolección de semen de verraco23
23
Adaptado de: Köing, I. 1979.
126
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Vaginas artificiales para bovinos, ovinos y caprinos,
tubos colectores graduado, termo, termómetro de altas, potro para verracos, potro para
ovinos.
MATERIAL ALUMNO: Botas, overol, gasas, ligas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Sementales de bovino, ovino, caprino, canino y cerdo.
PROCEDIMIENTO.
Bovino.
1. Colocar al maniquí en el área asignada, sujetándola.
2. Lavar con agua y secar perfectamente el vientre y la zona del prepucio.
3. Se cortará el mechón de pelos del orificio prepucial a una longitud de
aproximadamente 2cm.
4. Estimular al toro, permitiéndole que monte al maniquí, desviando el pene
tomando con la palma de la mano la piel del prepucio sin ofrecerle la vagina
artificial.
5. Previamente preparar la vagina artificial, con agua caliente aproximadamente a
43 a 46°C, colocar en un extremo el tubo colector y protegerlo con la funda.
6. Después de la monta falsa, el manejador recolectará con ayuda de la vagina
artificial el eyaculado, desviando el pene a la entrada de la vagina.
Ovino y Caprino.
1. Se prepara el potro y el maniquí (una hembra).
2. Se prepara la vagina artificial, vertiendo agua a 43 a 46ºC y se coloca el tubo
colector graduado con ayuda de un cono de plástico, se fija bien.
3. Se suelta al semental para que monte, ya preparado del lado derecho se
encuentra la persona que manejara la vagina, que tendrá que tener la habilidad
de que al momento que el macho monte, desvíe el pene al interior de la vagina,
127
se debe tener en cuenta que esto es muy rápido y un descuido puede hacer perder
el eyaculado.
4. El macho es separado y conducido a su corral.
5. La hembra si no se utiliza más, se suelta con cuidado y se conduce a su corral.
Canino.
1. La extracción debe realizarse en un ambiente tranquilo colocando al perro sobre
una superficie donde no pueda resbalar.
2. Se aplica un masaje manual sobre la porción caudal del bulbo del glande.
3. Para recolectar el semen se introduce la mano enguantada desde la parte
posterior entre las patas del perro, mientras que la parte caudal del bulbo del
glande se estimula aplicando un masaje manual a través del prepucio.
4. Cuando se logra una erección parcial, la vaina prepucial se desliza hacia atrás
liberando el bulbo del glande y el pene se da vuelta, tal como ocurre durante el
apareamiento natural.
5. Posterior a esto, se llevara a cabo la eyaculación, que se recolecta un vaso de
precipitado o en un tubo colector.
Verraco.
1. La extracción del semen debe realizar en un potro fijo en la sala de recolección.
2. Todo el material que vaya a estar en contacto con el semen, debe estar limpio
y esterilizado además de a una temperatura de 37º C.
3.
El eyaculado se recogerá directamente en un vaso de precipitado
u otros
recipientes desechables (vaso o bolsa de plástico) situados dentro de un termo
para mantener la temperatura cercana a los 37º C.
4. A la vez, sobre el termo se coloca una gasa, que actúa como filtro para que
durante la recolección
se impida la mezcla de la fracción espermática del
eyaculado con el gel y la tapioca.
5.
Cuando el verraco esta sobre el potro y extrovierte el pene, se fija con la mano
el tirabuzón,
procurando que el eyaculado caiga sobre el recipiente.
Manteniéndose así durante toda la eyaculación.
128
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA XIII.
Llena el siguiente cuadro con la información que se te pide.
Especie
Método utilizado para
recolectar semen
Volumen de
eyaculado
Concentración
espermática.
Requisitos para que se lleve a cabo la eyaculación.
Bovino
Ovino
Caprino
Verraco
Canino
Felino
129
Diagrama Ecológico Práctica XIII. Técnica de recolección de semen en bovinos, ovinos,
caninos y verracos.
Corrales
Laboratorio
Sujetar al semental
(Canino)
Sujetar a l semental
(Bovino, ovino, verraco)
Recolectar la muestra de
semen.
Fin de la
práctica
Recoger cualquier desecho
generado: guantes, toallas de
papel, etc.
La muestra de semen
se desechara en la tarja
adicionándole
agua
con hipoclorito al 1%.
Limpieza y desinfección de
las mesas de trabajo
Depósito de basura
130
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XIII
TÉCNICA DE RECOLECCIÓN DE SEMEN EN BOVINOS, OVINOS,
CANINOS Y VERRACOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
131
PRÁCTICA XIV. Técnica de evaluación de semen.
Duración 4 horas
OBJETIVO.
El alumno conocerá las técnicas empleadas en el laboratorio, para determinar si el
semen recolectado en diferentes especies domésticas es de óptima calidad para ser
utilizado posteriormente en Inseminación Artificial.
GENERALIDADES.
El macho juega un papel relativamente importante en la reproducción, ya que
dependiendo del método utilizado para dar los servicios, la relación macho-hembra
puede variar de 1 a 30 hasta 1 a 1000 y cuando se utiliza inseminación artificial (IA). El
éxito o fracaso de la participación del macho, en la eficiencia reproductiva, dependerá
de su estado de salud, de su libido, de su capacidad de detectar, montar y servir a las
hembras en celo, así como de la cantidad y la calidad de los espermatozoides
producidos. La producción de espermatozoides depende del volumen testicular y,
fundamentalmente de la edad de los machos, la estación del año y la alimentación que
reciben (Pérez, 2006).
Después de recogido el semen y antes de usarlo se debe determinar, cuidadosamente la
cantidad y la calidad del eyaculado. Para manejar el semen se precisa hacerlo con sumo
cuidado par que no se afecte la viabilidad de los espermatozoides (Salomón, 1990).
La técnica ideal para la evaluación de la calidad del semen debe ser objetiva, repetible
fidedigno y económico. La valoración macroscópica y microscópica del eyaculado
permite determinar la calidad, viabilidad y fertilidad de los espermatozoides. No se
dispone de una técnica única para determinar con exactitud la fertilidad, pero al
combinar varios estudios, se pueden seleccionar los eyaculados que tengan un potencial
de fecundación mas elevado (Aisen, 2004).
132
Características del eyaculado.
La evaluación del eyaculado comprende
de un examen macroscópico que esta
integrado por el volumen, color, olor y consistencia; y del examen microscópico que
evalúa la motilidad masal, motilidad progresiva, vivos y muertos, morfología y
concentración espermática.
El volumen del eyaculado se mide directamente en el tubo de recogida ya que este es
calibrado y nos permite hacerlo inmediatamente después de la recolección. Este va
desde 0.3 a 1.5ml con un promedio de 1 ml, esto depende de la raza edad, estado
general del macho y destreza del operario (Salomón, 1990; Aisen, 2004).
El color del semen de carnero es lechoso o crema pálido. Un color rosa indica la
presencia de sangre, probablemente a causa de lesión en pene, un color gris o pardo
sugiere contaminación o infección en el aparato reproductivo, un color amarillo y
diluido es por la presencia de orina (Aspron, 1985).
La consistencia del semen depende de la relación del contenido de sus dos
constituyentes, espermatozoides y plasma seminal. Las muestras de alta consistencia
contiene más cantidad de células que las que son acuosas (Salomón, 1990).
La motilidad del semen se valora mediante una onda característica de movimiento,
cuando se mira al microscopio ésta se denomina motilidad masal. Para evaluar la
motilidad progresiva, se observa el porcentaje de espermatozoides que avanzan en
forma rectilínea en el campo del microscópico. Los espermatozoides que giran sobre si
mismos, pueden estar indicando que sufrieron choque térmico o que el medio no es
isotónico con el semen (Aspron, 1985).
Para el examen morfológico de los espermatozoides y la cantidad de vivos y muertos se
utiliza la tinción de Eosina-Nigrosina. La determinación
del porcentaje de
espermatozoides vivos, de acuerdo a la integridad de la membrana acrosómica de la
cabeza puede realizarse por medio de esta tinción que sólo tiñe a los espermatozoides
muertos (Pérez, 2006).
133
La morfología espermática no presenta valores elevados de espermatozoides anormales,
salvo en condiciones patológicas. Se consideran valores normales por debajo de 20% de
anormalidades totales. La conservación del semen a temperaturas reducidas provoca
importantes daños especialmente en los acrosomas (Pérez, 2006).
La concentración espermática es el número de espermatozoides por unidad de volumen,
normalmente expresado en ml. El semen de carnero de buena calidad contiene 3.5-6
mil millones (3.5-6 X109 de espermatozoides / ml).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Baño Maria, Termómetro de altas, platina térmica, 2
rejillas, 3 pipetas de 10 ml, 3 pipetas de 1ml, 5 tubos de ensayo, porta objetos, cubre
objetos, pipetas Pasteur, chupones propipeta. Microscopio de contraste de fases,
parafilm, Microscopio óptico, contador.
MATERIAL ALUMNO: bata, guantes de exploración, toallas de papel.
MATERIAL BIOLÓGICO: Muestras de semen de carnero.
REACTIVOS: Solución salina fisiológica, solución de Hancock, Tinción de EosinaNigrosina.
PROCEDIMIENTO.
1. Se prepara previamente el baño maría a una temperatura de 32 a 34º, esto se
puede regular con ayuda de un termómetro de altas, se coloca una gradilla en el
interior para colocar los tubos de ensayo con 9.9 ml de solución salina
fisiológica (para medir utilizar las pipetas de 10 ml), la tinción de eosinanigrosina y las muestras de semen (Tubos colectores).
2. En la platina térmica se colocaran porta objetos, cubre objetos, pipetas Pasteur,
pipetas de 1 ml para que se mantengan a una temperatura promedio de entre 32 a
34ºC.
3. Recolectar el semen de machos adultos, como se describe en la práctica de
recolección de semen.
4.
Medir el volumen del eyaculado directamente en el tubo colector.
134
5. Determinar el color y consistencia del eyaculado.
6. Para evaluar la motilidad masal se deposita una gota de semen fresco, en un
porta objetos y se observa en microscopio de contraste de fases con platina
térmica en el objetivo de 10x. Se observan movimientos en forma de torbellino
o en ondas, esta se califica de la siguiente manera:
Cuadro 3. Calificación de motilidad masal.
VALOR CLASE
DESCRIPCIÓN
3
Muy buena
Ondas densas de movimiento, muy rápidas
2
Buena
Ondas y remolinos vigorosos pero no tan rápidas
1
Regular
Ondas de movimiento lento
0
Muertos
Sin movimiento
7. Para la motilidad progresiva se realiza una dilución 1:100 es decir, en un tubo de
ensayo con 9.9 ml de solución salina a 32º C se vierte 0.1 ml de semen fresco y
se homogeniza. Se coloca una gota de esta dilución en un porta objetos y se le
coloca un cubre objetos se observa al microscopio con el objetivo de 10 x. Se
expresa en porcentaje, 0 a 100%. Se debe estimar visualmente que porcentaje de
células se mueven hacia delante.
8. Para evaluar vivos y muertos, sobre la platina térmica se coloca un portaobjetos
en este se pone una gota de la dilución 1:100 y al lado una gota de EosinaNigrosina, se mezclan con ayuda de otro porta objetos, se corre para hacer el
frotis, se seca. En el campo se cuentan los blancos y rosas hasta llegar a 100
células, se expresa en porcentaje.
135
Figura 40. Esquema comparativo de vivos y muertos con tinción de Eosina-Nigrosina.24
9. El frotis se utiliza para evaluar la morfología de las células espermáticas, se
cuentan todos los espermatozoides del campo, los normales y anormales hasta
llegar a 100 y se expresa en porcentaje.
10. Para evaluar la concentración se utiliza la cámara de Neubauer, para llenarla se
realiza una dilución de 1: 200 esta se hace mezclando 1 ml de la dilución 1:100
con 1ml de una solución formulada. Se espera 5 minutos para que las células se
sedimenten. Se realiza el conteo de la siguiente manera:
a) Se localiza el cuadro central que esta dividido en 25 cuadros, que a su
vez están divididos en 16 cuadros cada uno.
b) Se realiza el conteo de los cuadros de las esquinas y central, se suman las
células y se multiplica por 10,000 000.
c) Los espermatozoides que tocan las líneas de arriba e izquierda se
cuentan, los de abajo y derecha no se contabilizan.
24
Realizado por Alcantar , UNAM. 2007.
136
Figura 41. Cámara de Neubauer.
CANAL TRANSVERSAL
CANALES LONGITUDINALES
25 CUADROS DIVIDIDOS
CADA UNO EN 16.
EL RECUENTO SE EFECTÚA EN
EL
ÁNGULO
SUPERIOR
IZQUIERDO EN DIRECCIÓN DE
LA FLECHA.
137
11. Para determinar el número
de dosis por eyaculado se utiliza la siguiente
formula:
Número de dosis =
progresiva
Volumen x Concentración x % de Motilidad
Concentración espermática por dosis
12. Al finalizar se limpiará todo el material que se utilizó y se limpiara y
desinfectaran las mesas, se entregara el material de laboratorio.
13. Al final de la práctica, se entregará la hoja de control de calidad de semen y un
reporte que incluya los datos con cada uno de los puntos de la evaluación que se
le realizo a la muestra, que además contenga:
a) Número de dosis que se obtiene del eyaculado.
b) Cuanto se necesita de diluyente si se requiere llenar pajillas de 0.25ml y
de 0.5ml.
138
HOJA DE CONTROL DE CALIDAD DE SEMEN
Universidad Nacional Autónoma de México.
Laboratorio de Reproducción e Inseminación
Artificial.
Nombre:____________________________
Fecha:________________
Calidad del Semen.
Información del eyaculado:
Especie:____________________
Nombre/Arete:_______________
Volumen (ml):_______________
Color:______________________
Consistencia:________________
Aspecto:____________________
Motilidad Masal (%):__________
Motilidad Progresiva (%):______
Concentración (x106):_________
Vivos (%):___________
Morfología (%):
Normal:_______
Muertos (%):_____________
Anorm. Primarias:________
Anorm. Secundarias:_______
Observaciones:
139
Diagrama Ecológico Práctica XIV. Técnica de evaluación de semen en ovinos.
Recolectar
ovino.
el
semen
de
Realizar la evaluación del
material biológico (semen)
Fin de la
Práctica
El sobrante del material
biológico se desecha en la
tarja adicionando agua con
hipoclorito al 1%.
Limpiar y desinfectar la
mesa de trabajo
Recoger cualquier desecho
generado: guantes, toallas de
papel, etc.
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes (Frotis).
Depósito de basura
140
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XIV
TÉCNICA DE EVALUACIÓN DE SEMEN EN OVINOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
141
Práctica XV. Técnicas de conservación de semen. Preparación de diluyentes.
Duración: 2 horas
OBJETIVO.
El alumno conocerá los distintos tipos de diluyentes para la conservación de semen en
las diferentes especies domésticas.
Realizar un tipo de diluyente para semen de ovino.
GENERALIDADES.
El semen obtenido y evaluado como apto, requiere un procesamiento adecuado para
garantizar la capacidad fecundante de los espermatozoides, durante el tiempo entre la
eyaculación y su utilización para la inseminación artificial. El esperma eyaculado no
sobrevive durante largos periodos, a menos que se hayan añadido agentes protectores
(Aisen, 2004).
Los espermatozoides viven fuera del organismo solamente durante un tiempo limitado,
la capacidad de síntesis lipídica y proteica de estos es muy reducida dado que no
cuentan con aparato de Golgi y solo contiene cantidades muy pequeñas de RNA.
Precisamente por esto, cuando el semen colectado se va ha utilizar para inseminar se
deberá usar lo mas pronto posible ó proceder a su dilución y conservación (Bayard,
2006).
Los diluyentes
son sustancias que se agregan al eyaculado para conservar su
metabolismo, viabilidad y fertilidad.
De un diluyente se espera:

Que sea capaz de preservar la capacidad fecundante de los espermatozoides;
además de su motilidad.
142

Evitar la acidificación
del medio, consecuencia del metabolismo de los
espermatozoides.

Aportar nutrientes esenciales (de tipo energéticos), sustancias protectoras y
amortiguadoras.

Aumentar el volumen para poder inseminar un gran número de hembras.

Restringir el crecimiento de microorganismos
mediante la adición de
antibióticos, sulfas, antimicóticos y otras sustancias.

Reducir el metabolismo de los espermatozoides al mínimo al descender la
temperatura del semen diluido.

Capacidad de preparar al espermatozoide para la, congelación.
Existen gran cantidad de diluyentes, desde los químicos, constituidos por soluciones
salinas isotónicas, hasta aquellos que contienen sustancias orgánicas como yema de
huevo, leche o agua de coco. Cuando se usa leche, ésta deberá ser calentada
previamente en baño María a 96º C durante 10 minutos. La leche ultra pasteurizada ya
no necesita inactivarse por calor, es estéril, barata y se puede mantener por cierto tiempo
(Aspron, 1985; Aisen, 2004).
Deben emplearse sustancias puras y equipo limpio a fin de excluir materiales tóxicos
del ambiente espermático. Los diluyentes deben prepararse en forma aséptica y
almacenarse por menos de una semana, a menos que se congelen. Suele agregarse un
carbohidrato simple, como glucosa, como fuente de energía para los espermatozoides.
Se utilizan tanto yema de huevo como leche para proteger a las células espermáticas
contra el choque térmico cuando son enfriadas desde la temperatura corporal hasta 5º C.
Dichas sustancias también contiene nutrimentos usados por los espermatozoides.
Pueden emplearse diversos amortiguadores para mantener un pH cercano al neutro y
una presión osmótica aproximada de 300mOsm, equivalente a los del semen, plasma
sanguíneo y leche. Para inhibir la proliferación de microorganismos en el semen, se
agregan penicilina, estreptomicina, polimixina B, u otras combinaciones antibióticas
(Sorensen, 1984).
143
Los diluyentes para conservar el semen o temperatura ambiental, conservan el semen a
una temperatura fija dentro del rango de 15 a 25ºC durante varios días. Los diluyentes
para conservar el semen en refrigeración (4ºC) pueden ser leche, el diluyente base de
citrato de sodio-yema de huevo, Tris-yema de huevo y preparaciones que conserven el
semen hasta por 3 días (Sorensen, 1984).
Los diluyentes para congelamiento básicamente son los mismos a los que se les agrega
glicerol que es un anticongelante. Si el espermatozoide se congela en ausencia de un
anticongelante, las células se lisan y mueren, ya que las formaciones cristalinas del
hielo son como agujas que punzan al espermatozoide. El anticongelante produce un
cambio en la formación los cristales de hielo, de modo que estos forman capas en vez de
agujas. Los espermatozoides son capaces de soportar el proceso y permanecen viables.
Una dilución excesiva provoca una disminución de la motilidad y de la capacidad
fecundante de los espermatozoides, por tanto, la tasa de dilución debe ser adecuada
para asegurar la eficacia del diluyente pero no excesiva. Como norma general, se
considera que el nivel óptimo de dilución debe ser entre ½ y 1/3 (Sorensen, 1984).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Probetas, jeringas de 3 y 5 ml, vaso de precipitado,
filtros, bascula granataria, Parafilm, cucharillas.
MATERIAL ALUMNO: Bata, 1 huevo, jeringas 3cm3.
REACTIVOS: TRIS Hidroximetil-aminometano, Glucosa, ácido cítrico, yema de
huevo, glicerol, agua destilada.
ANTIBIÓTICOS: Penicilina, Estreptomicina.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
144
PROCEDIMIENTO.
Utilizando el cuadro de tasa de dilución, seleccionar el que se requiera para la
realización de la práctica, hay que tener especial atención en el momento del pesaje.
1. Depositar en una probeta el TRIS, Glucosa y el ácido cítrico.
2. Aforar con agua destilada a ¾ del total a preparar. Homogenizar.
3. Agregar la yema de huevo, mezclando perfectamente.
4. Agregar el glicerol.
5. Agregar Antibióticos.
6. Aforar hasta la marca de 100 ml, homogenizar perfectamente.
7. conservar a 4° C
8. Observar cada 12 hrs. Para observar posibles cambios en el diluyente.
(La contaminación produce cambios de color)
Cuadro 4. Tasa de dilución para la elaboración de diluyente.
Tasa de dilución
1: 2
1:3
1:4
5.814
4.361
3.876
3.634
Glucosa (g)
0.800
0.600
0.533
0.500
Ácido cítrico ( g)
3.184
2.388
2.123
1.990
Yema de huevo (ml)
24
18
16
15
Glicerol (ml)
8
6
5.3
5
Penicilina ( UI )
100,000
100,000
100,000
100,000
Estreptomicina (MG)
100
100
100
100
Agua destilada (ml)
100
100
100
100
TRIS (g)
1: 1
Hidroximetil-aminometano
145
EVALUACION DE PRÁCTICA XV.
1. Elabora 200ml de diluyente, anotando cada uno de los pasos a seguir, recuerda
que se tiene
que calcular los constituyentes. Ya realizado el diluyente, se
conserva en refrigeración, observando cada 12 horas durante 2 días y reportar si
hay cambios de la coloración. Al entregar el ejercicio se evaluara la práctica.
La distribución será la siguiente para los equipos:
Equipo
Tasa de Dilución
1
1:1
2
1:2
3
1:3
4
1:4
5
1:1
6
1:4
146
Diagrama Ecológico Práctica XV. Técnicas de conservación de semen. Preparación de
diluyentes.
Preparación del Diluyente
Fin de la
práctica
Recoger cualquier
desecho generado:
papeles, toallas de papel,
etc.
Depósito de basura
Conservar en refrigeración el
preparado.
Observar cada 12 hrs.
posibles cambios en el
diluyente, por 2 días.
Pasado este tiempo se
desecha el diluyente en la
tarja.
147
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÒN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XV
TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN DE SEMEN. PREPARACIÓN DE
DILUYENTES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
148
Práctica XVI. Técnica de congelación de semen.
Duración: 4 horas
OBJETIVOS
El alumno conocerá la técnica de conservación de semen por congelación.
El alumno realizará la técnica de congelación con semen de ovino.
GENERALIDADES
Las ventajas del semen congelado sobre el fresco o el refrigerado se fundamentan en el
tiempo de conservación. Mientras que el semen refrigerado solo puede ser conservado
por un corto periodo de tiempo, menor de 5 a 7 días, el semen congelado tiene un
periodo ilimitado de conservación mientras permanezca sumergido en nitrógeno líquido
(Evans y Maxwell, 1987).
El procesamiento del semen para su preservación por congelación y conservación en
nitrógeno líquido involucra los siguientes pasos (Aisen, 2004):
1) Dilución
Con el fin de reducir al mínimo las lesiones asociadas con el choque por frío y con el
proceso de congelado-descongelado, los espermatozoides se diluyen en medios
especiales, éstos poseen azucares, amortiguadores del pH, lípidos (yema de huevo),
crioprotectores (el mas utilizado es el glicerol) y otros aditivos como los antibióticos
(Linde-Forsberg, 2006).
2) Enfriado
Para lograr una preservación adecuada de los espermatozoides, es necesario el descenso
cuidadoso de la temperatura; esto es, ir de 30ºC hasta 5ºC en aproximadamente 2-3
horas. Una vez alcanzada esta temperatura (5ºC) se lleva a cabo el periodo de equilibrio,
es decir es la etapa en la que se adiciona la fracción del diluyente que contiene el
glicerol y éste penetra al interior del espermatozoide estableciendóse un equilibrio entre
149
las concentraciones intra y extracelulares, este periodo puede variar de 30 a 120 minutos
(Aisen, 2004).
3) Envasado
Los recipientes mas utilizados para la congelación de semen son las pajillas de PVC
(Cloruro de polivinilo) de tipo francés. Estas pajillas están disponibles en dos
presentaciones: de 0.25 y 0.5ml, ésta última es la más comúnmente utilizada. Estas
pajillas miden 13.5mm de longitud y 3 ó 1.5mm de diámetro interno. La pajilla en uno
de sus extremos, contiene un tapón integrado por un par de cilindros fibrosos y una
pequeña cantidad de polvo de acetato de polivinilo encerrado entre ellos, esto permite
sacar el aire para meter por succión el semen diluido al interior del recipiente. Una vez
lleno, la humedad moja el polvo, formando un sello (Sorensen, 1984; Aisen, 2004).
Figura 42. Pajilla de envasado.
4) Congelación
Después del periodo de equilibrio, las pajillas se exponen a los vapores de nitrógeno a
una altura determinada sobre el nivel del nitrógeno líquido, a aproximadamente una
temperatura de -80 y -100ºC durante un periodo variable de tiempo, en promedio 10
minutos; después, las pajillas se sumergen en el nitrógeno líquido (Salamon y Maxwell,
2000).
5) Almacenamiento
Una vez congeladas, las pajillas se trasladan a un termo con nitrógeno líquido, donde se
conservan por largo tiempo. Este termo conserva el semen congelado a una temperatura
150
de -196ºC en nitrógeno líquido; estos equipos se construyen con aleaciones metálicas
resistentes (Sorensen, 1984).
Figura 43. Termo de nitrógeno liquido.25
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Termo para nitrógeno liquido, caja de poliestireno
(unicel), pajillas, rejilla, pinzas largas, acetato de polivinil (PVA) en polvo.
MATERIAL ALUMNO: Bata, plumones de tinta indeleble de punto fino.
REACTIVOS: Diluyente para semen de ovino, semen de ovino, nitrógeno liquido.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
25
Termos utilizados en el Laboratorio de Reproducción e Inseminacion Artificial de FES Cuautitlán , El
de la Izquierda es un termo en uso, el de la derecha es un termo utilizado para mostrar las partes que lo
componen a los estudiantes.
151
PROCEDIMIENTO
1. Se realiza la obtención y evaluación macro y microscópica del semen.
2. Se realiza la dilución del semen: en primer lugar se agrega la mitad del volumen final
semen+diluyente, la segunda parte se agrega a 5ºC, esta segunda fracción contiene el
glicerol necesario para la crioprotección. Para conocer la cantidad de diluyente que se
agregará al semen se utilizará la siguiente formula:
Volumen (ml del eyaculado) X Concentración (miles de millones de células por ml) X Células móviles (%)
Número recomendado de espermatozoides por dosis de IA
Ejemplo:
1.3 (volumen) X 3800 (concentración) X 0. 80 (% Motilidad progresiva)
200
= 20 dosis de 200 millones de espermatozoides móviles
Si se van a envasar en pajillas de 0.25ml, el volumen requerido semen+diluyente es
5.0ml
.
Si se tiene 1.3ml de semen, el volumen de diluyente a agregar es 3.7ml (5.0 – 1.2)
Entonces, en la primera parte de la dilución se agrega diluyente al semen hasta
completar 2.5ml entre ambos.
En la segunda parte de la dilución se agrega 2.5ml de diluyente que contiene glicerol (el
doble de la concentración final: si la concentración final es de 4%, esta fracción
contendrá 8% de glicerol).
3. Se realiza el envasado de las pajillas, succionando con la boca o con una jeringa
conectada a un cilindro de látex en el extremo donde se encuentra el tapón, para llenar
el interior con el semen diluido. Previamente, se identificará cada pajilla con el plumón
de tinta indeleble.
Con una jeringa de insulina se saca el líquido excedente de la pajilla de forma que se
deje un espacio de aproximadamente 0.5ml para sellar; con la ayuda del PVA se sella el
lado opuesto de la pajilla.
152
4. Se procede a la congelación, en la caja de unicel se vierte el nitrógeno líquido,
colocando las pajillas sobre una rejilla para que la congelación se efectué sobre los
vapores de nitrógeno líquido. Después de unos minutos se sumergen las pajillas en el
nitrógeno líquido.
5. Por ultimo, las pajillas se trasladan a un termo con nitrógeno líquido donde se
mantendrán hasta su utilización en la Inseminación Artificial.
6. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará en la estufa, que se
localiza en el laboratorio.
7. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en el
laboratorio.
8. La limpieza y desinfección del área de trabajo por parte de los alumnos, es de suma
importancia para mantener limpio el laboratorio.
9. Como punto final el profesor realizará la evaluación de la práctica.
153
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA XVI.
1.- ¿Cuál es la concentración espermática necesaria en las pajillas de semen ovino, para
que se cubra a la hembra?
2.- Realiza el siguiente ejercicio:
Macho Ovino (arete 360)
En el examen macroscópico presentó las siguientes características:
Volumen del eyaculado 1.1ml
Color blanco lechoso
Consistencia cremosa, sin presencia de partículas extrañas.
En el examen macroscópico presentó los siguientes datos:
Motilidad masal con un valor de 2 (escala de 0-3)
Motilidad progresiva 75%
Vivos (membrana intacta) 85%
Normales 73
Concentración espermática de 4356 X106
a) Menciona el número de dosis que se obtiene de este eyaculado
b) ¿Cuál es el volumen requerido si se envasan en pajillas de 0.25ml o de 0.5ml?
c) ¿Cuál es el volumen de diluyente requerido para cada caso?
d) Da tu opinión de este eyaculado
154
Diagrama Ecológico Práctica XVI. Técnica de Congelación de Semen.
Recolección de semen
Evaluación de semen
Dilución
Enfriado y
envasado
Congelación
Fin de la práctica
Limpiar y desinfectar la
mesa de trabajo
El sobrante del material
biológico (semen, yema de
huevo, diluyente) se desecha
en la tarja adicionando agua
con hipoclorito al 1%.
Recoger cualquier desecho
generado: pajillas, guantes,
toallas de papel, etc.
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes (Frotis)
Depósito de basura
Incineración
155
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVI
TÉCNICA DE CONGELACION DE SEMEN
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
156
Práctica XVII. Técnica de Inseminación Artificial en rumiantes.
Duración 4 horas
OBJETIVO.
Capacitar a los alumnos para que adquieran la habilidad en la aplicación de técnicas de
inseminación artificial en rumiantes.
GENERALIDADES.
Entendemos por inseminación el acto mediante el cual el macho deposita el semen
dentro del aparto reproductor de la hembra. Dependiendo de la especie animal que se
trate, y del sistema de explotación al que se vean sometidos los animales, las hembras se
pueden inseminar de forma natural o artificial. Es importante practicar cualquiera de los
dos métodos, pero en esta ocasión nos enfocaremos en la Inseminación Artificial (IA)
que no es otra cosa que la introducción de semen dentro del sistema reproductor
femenino sin que exista contacto entre el macho y la hembra (Verdeen, 2000).
La IA es una técnica que permite un mejor uso del material genético de los machos
cuyas características zootécnicas son superiores a la mayoría de los animales de su
especie. Desde el punto de vista productivo, representa una posibilidad para aumentar la
eficiencia en la producción de las especies domésticas (Días, 2006).
En los últimos años ha aumentado el interés en el uso de la IA en rumiantes, con el fin
de mejorar los sistemas de explotación, así como la calidad genética de la especie. Los
métodos tradicionales de la IA con semen fresco en ovinos tienen la limitante de
utilizar un carnero que se encuentra en lugares apartado, lo que reduce el número de
ovejas por inseminar. Además, el estrés que se produce con el transporte, tanto del
macho como de las hembras, disminuye el porcentaje de fertilidad. Con el semen
congelado es más sencillo y práctico manejar animales a grandes distancias y con
excelentes resultados (Aspron, 1985; Angulo, 1999).
157
La
Inseminación Artificial de la oveja y la cabra
puede ser vaginal, cervical o
intrauterina. En las vacas la Inseminación Artificial se realiza a nivel intrauterino. Los
métodos difieren en cuanto a su complejidad y expectativas de éxito. La Inseminación
Artificial vaginal es el método más simple y mas rápido (Salomón, 1990).
Las ventajas de la Inseminación Artificial, son la utilización de machos con
características superiores en cuanto a genética, se puede almacenar el semen, tras ser
congelado, durante mucho tiempo, incluso si el macho llegara a morir, Se pueden
controlar enfermedades venéreas con un adecuado examen previo al procedimiento de
IA, no es necesario tener un semental reduciendo los costos de mantenimiento. Las
desventajas
son que para alcanzar tasas de gestación
es necesario detectar con
exactitud el momento de la IA, la consanguinidad dentro del hato, propagación de
enfermedades si los sementales no son controlados en lo que a enfermedades venéreas
se refiere, si no se tiene un control de gastos esto puede desfavorecer la utilización de la
IA (Salomón, 1990; Delgadillo 2005; Días, 2006).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Vaginoscopios para ovejas, cabras y vacas, pipetas de
inseminación, pajillas con semen para inseminar ovejas, cabras y vacas.
MATERIAL ALUMNO: Botas, overol, cuerdas, piolas, marcador de ganado, toallas
de papel.
MATERIAL BIOLÓGICO: Hembras de bovinos, ovinos y caprinos.
PROCEDIMIENTO.
Técnica de inseminación artificial en vacas (Noakes, 1999):
1. El proceso de inseminación inicia con la inmovilización de la hembra que será
inseminada, es necesario cuidar que el inseminador este protegido de algún
accidente y que la paciente no sea lastimada en el procedimiento.
2. Es recomendable que se use la mano izquierda en el recto para manipular el
aparato reproductor, y la mano derecha para manipular la pistola de
inseminación (Figura 37).
158
3. Levantar la cola con la mano derecha y suavemente aplicar masaje al ano con la
mano izquierda, usando siempre un guante lubricado.
4. Juntar la punta de los dedos e insertar la mano hasta la muñeca.
5. Limpiar suavemente la vulva con una toalla de papel, para quitar el exceso de
estiércol.
6. Con la mano izquierda, formar un puño, se hace presión vertical sobre la vulva.
Esto abrirá los labios de la vulva y permitirá insertar la pistola de inseminación
varios centímetros, antes de tocar las paredes de la vagina.
7.
Insertar la pistola en un ángulo ascendente de 30 grados, para así evitar penetrar
a la uretra y a la vejiga.
8. Una vez que la punta de la pistola haya entrado unos 15 a 20cm en la vagina
levantar la parte trasera de la pistola hasta una posición casi horizontal, avanzar
la pistola hasta hacerla tocar la parte posterior del cérvix. Esta puede localizarse
mediante suave presión con el extremo del dedo índice.
9. Para depositar el semen, empuje el émbolo de la pistola para que el semen se
deposite en el cuerpo uterino. Si la punta de la pistola se encuentra a una pulgada
adelante del cérvix al momento de depositar el semen, este será depositado en un
solo cuerno.
10. La pipeta será retirada cuidadosamente.
Figura 44. Técnica de Inseminación Artificial en vacas.26
26
Realizado por Alcantar , UNAM. 2007.
159
Figura 45. Forma de depositar el semen en el cuerpo del útero.27
Técnica de inseminación vaginal en ovejas y cabras.
1. Se sujeta a la hembra, colocándola sobre una caja, paca o tubos, para que la parte
posterior de la paciente que en alto.
2. La vulva de la hembra se limpia con una toalla de papel.
3. Se introduce un vaginoscopio desinfectado y lubricado, con suavidad y extremo
cuidado, el cérvix es localizado con facilidad manipulando el vaginoscopio.
4. La pipeta de inseminación debe ser cargada por un ayudante.
5. Se introduce la pipeta, cerca del cérvix, se deposita el semen empujando el
embolo de la pistola.
6. Se retira con cuidado la pajilla, y se retira con cuidado el vaginoscopio.
7. La hembra se baja con cuidado de la superficie en la que se encuentra
Figura 46. Técnica de Inseminación Artificial en ovejas y cabras.28
27
28
Realizado por Alcantar, UNAM. 2007.
Adaptado de Delgadillo, J. A.; 2005.
160
Diagrama Ecológico Práctica XVII. Técnica de Inseminación Artificial en rumiantes.
Sujeción de las hembras
VACA
OVEJA Y CABRA
Localización del cérvix por palpación
utilizando guante de palpación con o sin
guante de látex
Se localiza el cérvix con ayuda
de un vaginoscopio.
Introducir
la
pipeta
de
inseminación,
depositar
el
semen en el cuerpo del útero
Introducir
la
pipeta
inseminación,
depositar
semen cerca del cérvix.
de
el
Fin de la
práctica
Recolectar y depositar los guantes y
pipetas de inseminación en una
bolsa amarilla.
Incineración
161
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVII
TÉCNICA DE INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN RUMIANTES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
162
PRACTICA XVIII. Recuperación, evaluación, clasificación y manipulación de
embriones.
Duración: 4 horas
OBJETIVO.
El alumno adquirirá la habilidad de recuperar, evaluar, clasificar y manipular los
embriones de coneja.
GENERALIDADES.
RECUPERACIÓN DE EMBRIONES.
Consiste en recolectar del aparato reproductor de la hembra donante los huevos
fecundados después que descienden al útero
y antes que comience el proceso de
anidación o fijación su definitiva. En circunstancias especiales la recolección de
embriones se realiza postmortem (después de sacrificar a la hembra donadora para
aislar el aparato reproductor y obtener con toda comodidad los embriones; sin embargo,
esta técnica cae dentro del campo experimental y como es lógico, no es utilizada desde
el punto práctico (Pérez, 1985; Noden, 1990; Ruchebuch, 1991).
EVALUACIÓN DEL HUEVO Y DEL EMBRIÓN (Illera, 1994; Tribulo, 2006).
La valoración de los embriones permite seleccionar aquellos hipotéticamente mejores
para transferirlos a las mejores receptoras.
Algunas de las características que se analizan para calificar
a los embriones se
describen a continuación:
1. Comprensión de las células o blastómeros
2. Regularidad en la forma del embrión
3. Variación del tamaño celular
4. Color y textura del citoplasma
5. Presencia de grandes vesículas
6. Presencia de células extruidas
7. Diámetro
163
8. Regularidad de la zona pelúcida
9. Presencia de restos celulares
Los blastómeros siempre deberán tener el mismo tamaño, una coloración similar y una
textura parecida, no deben ser ni transparentes ni opacos. El citoplasma es granular,
desigualmente distribuido y contiene vesículas de tamaño moderado. El espacio
previtelino está vacío con un diámetro regular la zona pelúcida será lisa, sin arrugas y
no estará colapsada. No deben existir restos celulares (Martín, 1994).
CLASIFICACION DE EMBRIONES (Görlach, 1999).
Los embriones recolectados se clasifican según su edad y su estadio de desarrollo de la
siguiente manera:
M= Mórula temprana
MM= Mórula compacta.
BB= Blastocisto inicial.
UE= Ovocito no fecundado
DE= Embrión total o mayoritariamente degenerado.
164
Cuadro 5. Diferentes estadios del desarrollo embrionario.
Según se descripción cualitativa
se dará la clasificación de los embriones de la
siguiente manera:
Mórula Temprana
Mórula compacta
Blastocisto inicial
Blastocisto maduro
Blastocisto expandido
Blastocisto en eclosión
165
Según se descripción cualitativa
siguiente manera (Cuadro 6):
se dará la clasificación de los embriones de la
Clase 1 Calidad
excelente.
Embrión esférico, zona pelúcida
intacta,
cúmulo
celular
perfectamente estructurado con
células del mismo tamaño color
y textura.
Clase 2 Calidad
buena
Embrión esférico o ligeramente
elipsoidal, zona pelúcida intacta
algún blastómero suelto, cúmulo
celular perfecto.
Clase 3 Calidad
regular
Zona pelúcida intacta o dañada,
blastómeros
de
diferentes
tamaños, cúmulo celular con un
30 hasta un 60% de blastómeros
intactos, ligero retraso en el
desarrollo Estadio de 32 células.
Clase 4 Calidad mala Zona pelúcida intacta o dañada,
blastómeros degenerados y
sueltos en número considerable,
cúmulo celular suelto y con
menos del 30% de blastómeros
intactos, desarrollo retardado
con estadios embrionarios de
blastómeros grandes (32,16
células).
Clase 5 Embrión
degenerado
Zona pelúcida normalmente intacta, cúmulo celular con aspecto
desorganizado y suelto ,blastómeros de diferentes tamaños y
pignóticos en muchos casos , estadios de desarrollo ya
paralizado ( 2,4,8 hasta 16 células)
Clase 6 Ovocito no
dividido
Ovocito fertilizado o no, pero no dividido, rodeado de una zona
pelúcida intacta o no, perfectamente esférica.
166
MANIPULACIÓN DE EMBRIONES.
La micromanipulación de embriones se puede definir como el manejo aplicado a los
embriones entre los que se incluyen la sección de sus tejidos, la agregación de
sustancias o células de su interior, así como la separación de alguna de sus partes, entre
las que se puede incluir la zona pelúcida, que, de alguna manera, van a modificar su
morfología, pero manteniendo su funcionalidad (Peters, 1991; Wilmut, 1994).
MATERIAL DE LABORATORIO: 1 Bandeja , 3 cajas de Petri de 1000mm, 2 Bisturí
con navaja, 1 pinzas, aguja 18G, 2 jeringas de 10ml , Guantes de látex estériles, toallas
de papel.
MATERIAL BIOLÓGICO: 2 conejas y 1 macho
REACTIVOS: Gonadotropina coriónica equina (Folligon 1000UI), GnRH 1 frasco,
1litro de Solución Ringer.
PROCEDIMIENTO.
1. Las conejas serán superovuladas con eGC (Folligon), con el siguiente protocolo:
Servicio (68 h)
+ GnRH
Inyec. eGC
-4
-3
-2
-1
0
72 h. Recuperación
de embriones
1
2
3
4
5
2. En el día cero se les dará monta.
3. Las hembras serán sacrificadas 72 horas posteriores al servicio.
167
4. Los embriones se recuperan a través de un lavado del oviducto y útero. Se
utilizará como medio de lavado 40 ml de solución Ringer suplementada con 5%
de suero bovino que será vertida por el infundíbulo con la jeringa de 20 cc y
aguja punta roma de 18G de 1½ pulgadas.
5.
El líquido resultado del lavado se deposita directamente en la caja de Petri.
6. El líquido recuperado será revisado bajo un estereoscopio a 20X para buscar
embriones.
7. Ya localizados se procederá a evaluarlos morfológicamente a 40X.
8. Clasificar los embriones de acuerdo a criterios establecidos por Gölarch (1999).
168
EVALUACION DE LA PRÁCTICA XVIII.
Evaluación Visual de la práctica XVII.
1. Mencione lo que observa en las diapositivas:
a)
b)
c)
2. Esquematiza los diferentes estadios embrionarios.
3. Califique y clasifique el siguiente grupo de embriones.
169
Diagrama Ecológico Práctica XVIII. Recuperación, evaluación, clasificación y
manipulación de embriones.
Superovulación y
monta a las 68 h
Recolección de las
jeringas, agujas y frascos
vacíos
Sacrificio de las conejas
Incineración
Necropsia, disección del
aparato reproductor de la
hembra, lavado del oviducto y
útero.
Recuperación, manipulación y
clasificación de embriones
Fin de la
Práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo-cortantes
El sobrante del lavado
se desecha en la tarja.
Depositar en bolsas amarillas los
cadáveres y los guantes de látex.
Incineración
170
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVIII.
RECUPERACIÓN, EVALUACIÓN, CLASIFICACIÓN Y MANIPULACIÓN DE
EMBRIONES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
171
PRACTICA XIX. Transferencia de embriones.
Duración: 4 horas
OBJETIVO.
El alumno conocerá las técnicas de superovulación y transferencia embrionaria y será
capaz de aplicar uno de los métodos de transferencia en la coneja, a nivel experimental.
GENERALIDADES.
El transplante de embriones es un método de reproducción artificial basado en la
transferencia de embriones producidos por una hembra donante (madre genética
superior) a hembras receptoras (madres portadoras) que lo gestan hasta su nacimiento.
La producción de embriones ha sido propuesta como una metodología tendiente a la
preservación de especies en peligro de extinción, que brinda la posibilidad de disponer
de bancos genéticos para su conservación y un seguro sanitario para evitar la
transmisión de enfermedades. A su vez, el incremento en la eficiencia de la producción
y congelamiento de embriones podrá ser utilizado para constituir rebaños con el mínimo
riesgo de ser portadores de enfermedades y permitir una amplia difusión mundial de
animales con alto mérito genético. Los tratamientos hormonales para inducir la
ovulación múltiple y la transferencia de embriones permiten utilizar de manera
intensiva a las hembras genéticamente superiores, en forma similar al aprovechamiento
que se realiza con los machos por medio de la inseminación artificial (Gibbons, 1995).
Los primeros intentos de la transferencia de embriones, fueron enfocados más hacia la
experimentación que hacia la práctica. En 1980 Heape consiguió transferir embriones
de coneja, esto ocurrió casi 50 años antes de que Warwick, Berry y Horlacher
experimentaran con ovejas, ya en 1940 esta técnica era de gran interés para los
investigadores. La transferencia de embriones, al igual que la inseminación artificial, es
una técnica que bien puede clasificarse como manipulación genética. La principal
172
ventaja es aumentar la capacidad reproductora de las hembras que poseen un gran valor
genético (Warwick, 1980; Sorensen, 1982; Illera, 1994).
La transferencia de embriones consiste en recoger embriones de alta calidad genética
del aparato del aparato genital de una hembra donante y depositarlos en el de otra
hembra receptora, por lo general de inferior condición genética, siendo ésta la que
mantiene la gestación a término (Sorensen, 1982; Noden, 1990; Illera, 1994).
VACAS DONADORAS.
El valor de la donadora puede ser definido de acuerdo a diferentes criterios según los
beneficiarios. Sin embargo, en el caso de la aplicación práctica de la técnica para el
mejoramiento genético del ganado, debemos escoger a las vacas más productivas como
donadoras. No deben presentar enfermedades hereditarias, tener excelente historial
reproductivo y salud, alto valor en el mercado, ciclos estrales regulares, no tener
enfermedades que afecten la fertilidad, no ser demasiado viejas (Illera, 1994).
VACAS RECEPTORAS.
La receptora ideal es una vaca joven, libre de enfermedades, de probada fertilidad y
habilidad materna. Además, debe tener un tamaño adecuado para no presentar
problemas al parto. Aunque la raza no es un factor importante, generalmente se acepta
que las vacas cruzadas tienen mayor fertilidad (Hafez, 1993).
La Transferencia de Embriones incluye varias etapas, desde la selección de donadoras
hasta la transferencia del embrión. Las principales etapas relacionadas son (Ruchebusch,
1991; Tribulo, 2006):

Inducción de la superovulación (donadora).

Fertilización

Sincronización del ciclo estral (receptoras).

Recolección de los embriones (donadora).

Clasificación de los embriones.

Almacenamiento por corto plazo y cultivo.

Criopreservación.

Transferencia de los embriones (receptoras).
173
La superovulación es proceso mediante el cual los ovarios son estimulados para
producir mayor numero que el normal
de folículos
ovulatorios y, por lo tanto,
liberación de ovocitos (Peters, 1991).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Material de cirugía. Dos jeringas desechables de 20
ml. una caja de Petri de 200 ml., 8 cajas de Petri de 100 ml. cuadriculadas, 3 equipos
Venoset para terapia de fluidos, agujas calibre 22, catéter endovenoso (punzocat) de
calibre 17 ó 18, 2 matraces de Erlenmeyer de 100 ml., 2 matraces de Erlenmeyer de
250 ml., 2 microscopios estereoscópicos, un microscopio óptico, un portaobjeto
cóncavo, 2 jeringas insulínicas con agujas, 5 pipetas Pasteur, una estufa bacteriológica
(37º C), un baño maría (37° C), una mesa de cirugía, una tabla de madera, tres paños de
algodón.
MATERIAL BIOLÓGICO: 2 conejas adultas con ciclos estrales regulares, 1 conejo
adulto
REACTIVOS: Un frasco de 1000 UI de PMSG, un frasco de 2500 UI de HCG, un litro
de solución Hartman, 3600 ó 400 ml. de suero sanguíneo de conejo o bovino inactivado,
un frasco de propiopromazina, 1 frasco de pentobarbital sódico, 2 frascos con 800 UI
de penicilina G sódica,
SOLUCIONES ANTISÉPTICAS. Yodo 5%, benzal, jabón quirúrgico.
174
PROCEDIMIENTO.
Por razones de recursos y tiempo, esta práctica será demostrativa, realizándola
únicamente un equipo de alumnos voluntarios asesorados por el maestro. La
metodología que se seguirá es según el modelo didáctico-teórico experimental
elaborado por Villegas, por lo cual sólo se enumeran los pasos (para ampliar la
metodología ase sugiere consultar el modelo del autor antes citado como complemento
de esta práctica:
Plática general explicativa.
Selección de donadoras y receptoras.
Superovulación.
Detección de celos.
Fertilización.
Sincronización estral.
Recolección de embriones.
Identificación y evaluación de embriones.
Transferencia de embriones.
175
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA XIX.
Los alumnos entregaran un trabajo escrito de la técnica de transferencia de embriones,
por equipo, donde se describa la técnica.
El trabajo deberá contener:

Portada (Con el nombre de los alumnos de cada equipo)

Índice

Generalidades

Comentarios

Bibliografía.
176
Diagrama Ecológico Práctica XIX. Transferencia de embriones.
Selección de donadoras y
receptoras.
Recolección de las
jeringas, agujas y frascos
vacíos
Superovulación.
Incineración
Detección de celos y
Fertilización
Recuperación, manipulación y
clasificación de embriones
Transferencia de embriones
El sobrante del lavado
se desecha en la tarja.
Fin de la
Práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo-cortantes
Depositar en bolsas amarillas los
cadáveres y los guantes de látex.
Incineración
177
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVIII.
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
178
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Práctica I. Anatomía del aparato reproductor de los machos domésticos.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de reconocer las diferentes estructuras del aparato
reproductor del macho, así como las glándulas sexuales accesorias del aparato genital
normal de macho.
GENERALIDADES.
El aparato reproductor de los machos domésticos esta integrado por dos gónadas, los
epidídimos, los conductos deferentes, el pene y el prepucio, así como glándulas sexuales
accesorias que forman el plasma seminal, importante para la viabilidad de los gametos
masculinos (Climent, 2005; Páramo, 2006).
ESCROTO.
Es un saco cutáneo de tamaño, forma y situación que se adapta a los testículos que
contiene. La piel del escroto es fina, plegable y casi sin pelo. Inmediatamente por
debajo de la capa externa cutánea se encuentra otra de tejido fibroelástico, llamada
túnica Dartos que pasa en el plano medio entre los dos testículos, de modo que el saco
escrotal está dividido en dos departamentos. Se encuentran 2 capas más, la primera es la
túnica vaginal común (parietal) localizada en la parte interna
de la aponeurosis
profunda del escroto y la túnica vaginal propia (visceral) muy ligada al testículo (Peter,
1976; Fradson, 1992).
TESTÍCULOS.
Son
órganos pares, productores de espermatozoides y de hormonas masculinas,
situados en el escroto, su forma es oval; en los rumiantes son alargados, en carnívoros
esferoideos. Dada su forma oval presenta dos polos, el que se relaciona con la cabeza
del epidídimo se denomina polo capital, el opuesto se relaciona con la cola y es el polo
caudado. Tienen un borde epididimario y un borde libre, además de contar con dos
1
caras, lateral y medial. Dentro del escroto, la orientación del testículo varia con las
especies, de forma que su polo caudado se encuentra ventralmente en rumiantes,
caudalmente en el garañón y carnívoros (perro y gato); En el verraco apuntan
dorsalmente (Asdown, 2000; Villar, 2004).
EPIDÍDIMO.
Consta de cabeza, cuerpo y cola. Su cola se une al polo caudado por el ligamento propio
del testículo. La situación del epidídimo varía en las distintas especies: en el garañón,
verraco y carnívoros se sitúa craneodorsalmente respecto al testículo; en el
toro
coincide con la línea media en dos mitades iguales, en el morueco es muy caudal y en el
macho cabrio ocupa una posición intermedia (Köing, 1979; Ashdown, 2000; Climent,
2005).
CONDUCTOS DEFERENTES.
Conectan la cola del epidídimo con la uretra pélvica. La pared de la última porción de
los conductos deferentes se engruesa por la presencia de glándulas ramificadas que
constituye las ampollas. Pueden presentar dilataciones laterales de su luz denominadas
divertículos de la ampolla. Pasada la ampolla, los conductos se adelgazan y en el
garañón y rumiantes se unen al conducto excretor
de las glándulas vesiculares,
formando un conducto común denominado conducto eyaculador que desemboca en los
orificios eyaculadores. La última porción del conducto deferente perfora la próstata en
todas las especies (Köing, 1979; Dyce, 1999).
GLÁNDULAS ACCESORIAS.
Se agrupan alrededor de la uretra pélvica. Presentan variaciones según las especies. En
el bovino, carnero, verraco, garañon, y caprino son: ámpulas, vesículas seminales,
próstata y bulbouretrales. El gato carece de las vesículas seminales, en el perro solo hay
próstata (Páramo, 2006).
VESÍCULAS SEMINALES.
Son pares y se sitúan dorsolateralmente al cuello de la vejiga, introduciéndose entre las
dos hojas del pliegue genital pero lateralmente al conducto deferente. En el garañón
2
tienen el aspecto de bolsas largas y amplias; en rumiantes son compactas y de superficie
lobulada, en el verraco son muy grandes y de forma piramidal. Los carnívoros carecen
de vesículas seminales (Carvajal, 2000; Climent, 2005).
PRÓSTATA.
Existe en todos los animales, está íntimamente relacionada con la primera porción de la
uretra. En los carnívoros presenta mayor tamaño relativo, decreciendo progresivamente
en este orden: garañón, toro, verraco, pequeños rumiantes. Consta de un cuerpo y una
porción diseminada. El primero consta de dos lóbulos, derecho e izquierdo (Dyce, 1999;
Carvajal, 2000; Climent, 2005).
GLANDULAS BULBOURETRALES.
Son pares y se encuentran dorsalmente a la porción caudal de la uretra pélvica. Son
pequeñas en el gato y están ausentes en el perro, en el verraco son cilíndricas y muy
largas de aproximadamente 15cm; en el toro y el garañón son esféricas (Köing, 1979;
Dyce, 1999).
URETRA.
La uretra es un conducto que se extiende desde la unión con la ampolla hasta la porción
terminal del pene, es un conjunto mixto para los sistemas reproductor y urinario. Tiene
una porción pélvica y otra peneana, ambas porciones tienen una mucosa constituida por
un epitelio de transición y glándulas uretrales en la lámina propia a nivel del orificio
uretral externo. La túnica muscular está constituida por fibras musculares lisas y tejido
cavernoso (cuerpos cavernosos) presente en el tejido conjuntivo por debajo del epitelio
(Köing, 1979; Habel, 1988; Dyce, 1999).
3
GENITALES EXTERNOS
PENE.
Es el órgano copulador del macho, está constituido de tejido eréctil y está unido a la
arcada isquiática de la pelvis por los pilares del pene. En los carnívoros es cilíndrico y
presenta hueso peneano, en el verraco y rumiantes es largo y delgado, de consistencia
firme aun sin erección, se dobla sobre si mismo formando la flexura sigmoidea:
preescrotal en el cerdo y retroescrotal en los rumiantes. La porción libre del pene del
verraco es afilada y torcida en espiral. En los pequeños rumiantes hay un proceso uretral
de aproximadamente unos 4cm. El pene cuenta consta de dos cuerpos cavernosos, la
uretra envuelta por su cuerpo esponjoso y el glande (Habel, 1968; Habel, 1988;
Climent, 2005).
PREPUCIO.
Es una vaina cutánea que cubre el glande y la porción libre del pene cuando no está en
erección. En el verraco presenta un amplio divertículo dorsal en el cual se acumulan
orina y desechos epiteliales. En el garañón es penduloso y con pigmentación oscura
(Ashdown, 2000; Villar, 2004).
4
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas, pipetas Pasteur, cajas de Petri, vasos de
precipitado, portaobjetos, cubreobjetos, microscopio estereoscópico y óptico.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disección, guantes de cirujano, hilo de
algodón, etiquetas adheribles, solución salina, jeringas de 3cm3 e insulinicas, bisturí,
pinzas, tijeras, agujas hipodérmicas de calibre 18.
MATERIAL BIOLÓGICO: Aparato reproductor de diferentes especies de machos
domésticos.
REACTIVOS: Solución salina, colorante de Eosina-Nigrosina, tinción de Wright.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositar el material biológico en las charolas.
3. Para proceder a la disección del material biológico, se requiere la utilización de
guantes de cirujano y el instrumental adecuado. Identificar, con ayuda de las
figuras 1 a la 7, el mayor número de estructuras del aparato reproductor del
macho.
4. Con ayuda de hilo y etiquetas señalar cada estructura que se identifique.
5. Se realizará un lavado del epidídimo con solución salina: se hará una serie de
cortes en la cola del epidídimo con la hoja de bisturí, posteriormente se hace un
lavado retrogrado desde el conducto deferente inyectando solución salina
fisiológica con una jeringa, el lavado se colectará en cajas de Petri. Después, se
pondrá una gota de este lavado en un portaobjetos y una gota de colorante
Eosina-Nigrosina, se mezclaran perfectamente, se hace el frotis, se seca al aire y
se observa al microscopio.
5
6. Realizar improntas comparativas, se hace una incisión a lo largo del testículo y
el epidídimo, se sujeta un porta objetos con la mano y se coloca sobre la
superficie del órgano presionando ligeramente, posteriormente se tiñe con la
tinción de Wright o una tinción similar.
7. El material biológico así como los guantes de látex utilizados en esta práctica se
depositarán en bolsas de plástico de color amarillo, para su destrucción por
cremación. Es importante destacar que estas bolsas serán llevadas por los
alumnos que se designen en el momento de la práctica por el profesor.
8. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará dentro de la
estufa, que se localiza en el laboratorio.
9. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
10. La limpieza y desinfección del área de trabajo, por parte de los alumnos, es de
suma importancia para mantener limpio el laboratorio.
11. Como punto final el profesor realizara la evaluación de la práctica.
6
Figura 1. Anatomía de aparato reproductor del toro.1
Recto
Ampolla
Vesícula Seminal
Próstata
Bulbouretrales
Vejiga
Flexura Sigmoidea
Pene
Glande
Conducto deferente
Plexo pampiniforme
Epidídimo
Testículo
Prepucio
1
Adaptado de: Páramo, 2006.
7
Figura 2. Anatomía del aparato reproductor del verraco (McGlone, 2003).2
Ampolla
Recto
Vesícula Seminal
Próstata
Conducto deferente
Bulbouretrales
Vejiga
Epidídimo
Divertículo prepucial
Testículo
Flexura Sigmoidea
Prepucio
2
Glande
Pene
Adaptado de: McGlone, J., Pond, W. 2003.
8
Figura 3. Anatomía del aparato reproductor del garañón.3
Ampolla
Recto
Vesícula Seminal
Próstata
Conducto deferente
Bulbouretrales
Vejiga
Epidídimo
Glande
Testículo
Pene
Prepucio
3
Proceso uretral
Adaptado de: Peter, C., Godoy, B. 1976.
9
Figura 4. Anatomía del aparato reproductor del perro4.
Recto
Próstata
Conducto deferente
Vejiga
Pene
Epidídimo
Prepucio
Bulbo del glande
Testículo
Glande
4
Adaptado de: Climent, S; Sarasa, M. 2005.
10
Figura 5. Anatomía del aparato reproductor del gato.5
Recto
Próstata
Bulbouretrales
Epidídimo
Testículo
Vejiga
Pene
Prepucio
Conducto deferente
5
Glande
Adaptado de: Climent, S; Sarasa, M. 2005
11
Figura 6. Anatomía del aparato reproductor del carnero.6
Recto
Ampolla
Vesícula Seminal
Próstata
Vejiga
Glande
Bulbouretrales
Pene
Flexura Sigmoidea
Conducto deferente
Epidídimo
Testículo
Proceso uretral
Prepucio
6
Adaptado de: Ashdown, R.R., Hafez, E.S.E. 2000.
12
Figura 7. Anatomía del pene en las diferentes especies domésticas.7
A. Pene de Toro.
D. Pene de Garañon.
B. Pene de Carnero.
C. Pene de Verraco.
7
E. Pene de Gato.
Adaptado de: Páramo, R. 2006
13
EVALUACIÓN PRÁCTICA I.
Nombre del alumno: ______________________________________
Marca con una “x” si la especie cuenta con la estructura y llena los espacios vacíos para completar el cuadro.
GLÁNDULAS ACCESORIAS
ESPECIE
AMPOLLA VESÍCULAS
SEMINALES
FLEXURA
PRÓSTATA BULBOURETRALES SIGMOIDEA
CARACTERISTICAS DEL
PENE
TORO
GARAÑÓN
VERRACO
MORUECO
MACHO
CABRIO
PERRO
GATO
14
Diagrama Ecológico Práctica I. Anatomía de aparato reproductor de los machos
domésticos.
Disección del material
Biológico
Lavado del epidídimo con
solución salina
Realizar impronta
Teñir con Writgh
Realizar frotis
El sobrante del lavado se
desecha en la tarja
Fin de la
práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
material biológico
el
Incineración
15
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACION ARTIFICIAL
PRÁCTICA I
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE LOS MACHOS
DOMÉSTICOS
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
16
Práctica II Anatomía de aparato reproductor de las hembras domésticas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de reconocer las diferentes estructuras donde se
lleva a cabo el proceso de la reproducción así como los anexos del aparato genital
normal de las hembras.
GENERALIDADES.
Conocer la anatomía de un aparato representa la base para su estudio, esto facilita la
comprensión de su funcionamiento. El sistema reproductor de la hembra, está formado
por un conjunto de órganos que tienen la función de producir, transportar y madurar los
gametos para hacer posible la fecundación, el mantenimiento de la gestación y el parto,
para perpetuar la especie. Las gónadas son un par de glándulas con doble secreción; La
exocrina que está representada por la producción y liberación de gametos así como la
endocrina por la síntesis y liberación de hormonas. Las estructuras tubulares son las
responsables del transporte y maduración de los gametos, del proceso fisiológico de la
fecundación y gestación, además de jugar un papel muy importante durante el parto. A
partir de la pubertad, hay cambios cíclicos, controlados hormonalmente, con
modificaciones reversibles e irreversibles de sus órganos (ciclo estral), cuya principal
manifestación externa denominada celo o estro (Climent, 2005).
El aparato reproductor de la hembra, está constituido por dos ovarios y las estructuras
tubulares que constituyen los oviductos, útero, vagina y vulva (Hafez, 2000; Schwarze,
1984). A excepción de la vulva, todos los órganos genitales de la hembra son internos,
es decir, se encuentran en el interior de las cavidades abdominal y pélvica (Dyce, 1999).
OVARIOS.
Son las gónadas femeninas; producen los óvulos que se liberan al oviducto. Son de
consistencia firme y su forma varía entre las especies, en rumiantes son ovalados y
pequeños, presentan una bolsa ovárica, cuya entrada es amplia y dirigida ventralmente;
17
en la yegua tiene una forma arriñonada, es importante destacar que en esta especie la
zona parenquimatosa que alberga los folículos se dispone en el centro del órgano y la
zona vascular en posición periférica; en la cerda tiene una forma oval con la apariencia
de un racimo de uvas, por el relieve que forman los folículos en desarrollo, la bolsa
ovárica es amplia, cónica y abierta ventralmente; en la perra y la gata son alargados y
planos, en la primera el ovario está completamente encerrado, en la bolsa ovárica, de
forma contraria en la gata esta parcialmente incluido en ella (Sisson, 1981; Climent,
2005).
OVIDUCTO.
Son tubos músculo-membranosos que transportan los óvulos hasta el útero. En el
extremo ovárico del oviducto se dilata en forma de embudo, éste constituye el
infundíbulo, su borde es dentado con una serie de eminencias puntiagudas denominadas
fimbrias. Su porción más estrecha es el orificio abdominal, este último da paso a la
ampolla, su luz se estrecha para dar paso al istmo, que termina a nivel de la porción
uterina en el orificio uterino (Fradson, 1992; Dyce, 1999).
ÚTERO.
Su forma y estructura es variable. Consta de cuello, cuerpo y cuernos uterinos.
El cuello uterino (cérvix) es la porción más caudal, conecta al útero con la vagina, su luz
se denomina canal cervical
que es característico en cada especie tanto por su
morfología como por su longitud. En la coneja se presenta una característica muy
particular, la presencia de dos cuellos uterinos (Fradson, 1992; Lebas, 1996).
El cuerpo del útero es un simple tubo musculomembranoso situado cranealmente al
cuello uterino y de longitud variable entre las diferentes especies (Fradson, 1992; Villar,
2004; Páramo, 2006).
Los cuernos en los rumiantes tienen forma espiroidal y presentan en la mucosa, como
carácter típico, los cotiledones uterinos. Éstos son eminencias ovales, en número
aproximadamente de cien, que están distribuidas de modo irregular sobre la superficie o
dispuestas en filas, unas doce, cabe señalar que el la vaca estos presentan una forma
convexa y las ovejas y cabras tiene una forma concava. En la yegua son rectos y tan
18
largos como el cuerpo. En la perra y la gata son largos y rectos. En la cerda son largos y
flexuosos, pudiéndose confundir con asas intestinales (Sisson, 1981; Villar, 2004).
VAGINA.
Es una formación tubular que junto con el vestíbulo y la vulva constituyen el órgano
copulador de las hembras, la porción vaginal del cérvix hace relieve en la vagina, dando
lugar a la formación de un receso anular, el fórnix vaginal, ausente en cerdas (Köing,
1979; Hafez, 2000).
VESTÍBULO VAGINAL.
Es una parte común a las vías urinaria y genital; se extiende desde el orificio uretral
externo a los labios de la vulva. En la vaca y en la cerda presenta un divertículo
suburetral inmediatamente caudal al orificio uretral (Habel, 1968).
Las glándulas vestibulares mayores (de Bartholin) se encuentran en la vaca, gata y
ocasionalmente en la oveja. Son dos masas glandulares compactas de unos 3 cm en la
vaca. Las glándulas vestibulares menores son numerosas y se localizan en las paredes
lateral y ventral del vestíbulo, en las especies restantes. En la perra y la yegua se
encuentran los bulbos vestibulares uno a cada lado (Dyce, 1999; Climent, 2005).
VULVA Y CLÍTORIS.
Como se mencionó con anterioridad, la vulva es el único órgano externo del aparato
genital. Consta de dos labios, derecho e izquierdo unidos dorsalmente por una comisura
dorsal redondeada y ventralmente por la comisura ventral, puntiaguda en todas las
especies domésticas excepto en la yegua, en la que ambas son redondeadas. La
comisura ventral contiene el clítoris, homólogo del pene del macho, está unido a la
arcada isquiática por dos pilares del clítoris los que confluyen el cuerpo del clítoris,
compuesto de tejido eréctil, que termina en un glande del clítoris (Ciria, 2000; Páramo,
2006).
19
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas, porta objetos, cajas de petri, cubre objetos,
microscopio estereoscópico y óptico.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disecciones, guantes de cirujano hilo de
algodón, etiquetas, solución salina, bisturí, pinzas, tijeras, agujas hipodérmicas calíbre
18.
MATERIAL BIOLÓGICO: Aparatos reproductores de diferentes especies de hembras
domésticas.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositarán el material biológico en las charolas.
3. Para proceder a la disección del material biológico, se requiere la utilización de
guantes de cirujano y el instrumental adecuado.
4. Identificar con ayuda de las figuras 8 a la 12, el mayor número posible de
estructuras del aparato reproductor.
5. Con ayuda del hilo y las etiquetas mencionar la estructura que se está señalando.
6. El material biológico así como los guantes de látex resultante de esta práctica se
depositara en bolsas de plástico color amarillo, para su destino final, la
cremación. Es importante destacar que éste será llevado por los alumnos que se
designen en el momento de la práctica por el profesor.
7. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará en la
estufa, que se localiza en el laboratorio.
8. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
9. La limpieza y desinfección del área de trabajo por parte de los alumnos, es de
suma importancia para mantener limpio el laboratorio.
10. Como punto final el profesor realizará la evaluación de la práctica.
20
Figura 8. Aparato reproductor de la vaca8.
Ligamento intercornual dorsal
Cuerno del útero
Carúnculas
Oviducto
Ovario
Cuerpo del útero
Cuello del útero
Fórnix vaginal
Vagina
Vejiga
Orificio uretral externo
con divertículo suburetral
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Glándulas vestibulares mayores
Clítoris
8
Adaptado de Sisson y Grossman. 1981.
21
Figura 9. Aparato reproductor de la yegua9.
Cuerno del útero
Oviducto
Ovario
Cuerpo del útero
Mesometrio
Cuello del útero
Vejiga
Vagina
Glándulas vestibulares
menores
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Clítoris
9
Adaptado de Schwarze 1984.
22
Figura 10. Aparato reproductor de la cerda10.
Oviducto
Cuerno del útero
Mesometrio
Cuerpo del
útero
Ovario
Bolsa
ovárica
Vejiga
Cuello del
útero
Uréter
Vagina
Orificio uretral externo
con divertículo
suburetral
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Clítoris
10
Adaptado de McGlone y Pond. 2003.
23
Figura 11. Aparato reproductor de la perra11.
Bolsa ovárica
Oviducto
Ovario
Cuerno del útero
Cuerpo del útero
Vejiga
Cuello del útero
Vagina
Vestíbulo vaginal
Labio de la vulva
Clítoris
11
Adaptado de Villar y López. 2004.
24
Figura 12. Aparato Reproductor de la coneja.12
Ovario
Oviducto
Cuerno del útero
Cuerno del útero
Cuello del útero
Cuello del útero
Vagina
Vejiga
Meato urinario
Vestíbulo vaginal
Glándula de Bartholin
Glándula prepucial
Labio de la vulva
Clítoris
12
Adaptado de: Lebas y Coudert. 1996.
25
Figura 13. Aparato Reproductor de la oveja y la cabra.13
Cuello del útero
Ovario
Labio de la vulva
Cuerno del útero
Vejiga
13
Clítoris
Vagina
Adaptado de: Delgadillo, J. A. 2005
26
EVALUACIÓN PRÁCTICA II.
Nombre del alumno.______________________________________
1. Llena los espacios vacíos con la información que se te pide.
ESPECIE
FORMA DEL OVARIO
TIPO Y CARACTERÍSTICA
DEL ÚTERO
FORMA DEL CÉRVIX
VACA
YEGUA
CERDA
PERRA
CONEJA
2. ¿Que es la fosa ovárica?
3. ¿En que estructura se lleva acabo la fecundación en las diferentes especies?
27
Diagrama Ecológico Práctica II. Anatomía de aparato reproductor de hembras domesticas.
Disección del material
Biológico
Descripción de las
estructuras ováricas
Fin de la
Práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
el material biológico
Incineración
28
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA II
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE LAS HEMBRAS
DOMÉSTICAS
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
29
Practica III Anatomía del aparato reproductor de machos y hembras. Práctica en
vivo.
Especie: Bovino.
Duración: 4 horas
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de evaluar aparatos genitales normales o sus
anomalías mediante la manipulación en vivo de los machos y hembras de los módulos
de producción de FES - Cuautitlán, así como el manejo adecuado de cada especie para
evitar accidentes tanto para el estudiante como para la especie de que se trate durante el
acceso al área genital.
GENERALIDADES.
Un arma importante para conocer el estado físico del aparato reproductor de los bovinos
es la palpación rectal, en las vacas, aporta información útil para el médico veterinario,
ya que se puede determinar la fase del ciclo estral en la que se encuentra, es posible
diagnosticar la gestación, y el estado general del animal en su etapa reproductiva, la
palpación es también empleada para la inseminación artificial, ya que el cuello se sujeta
por vía rectal para dirigir el catéter de inseminación entre los anillos del cérvix y así
introducirlo mas allá de éste, depositando de esta manera el semen directamente en el
útero (Gordón, 2006).
El aparato reproductor de la hembra puede ser examinado mediante la palpación rectal.
El vestíbulo, la vagina y la abertura externa del cuello del útero pueden ser examinados
mediante palpación manual o, visualmente con la ayuda de un vaginoscopio. Antes de
emprender estos procedimientos es importante realizar una inspección cuidadosa de la
vulva, perineo y superficies corporales (Noakes, 1999).
Se debe estar familiarizado con la disposición del aparato reproductor de la hembra, la
anatomía de los órganos abdominales y del esqueleto pélvico; el rumen se localiza de
30
lado izquierdo de la cavidad abdominal, los riñones son estructuras lobuladas del
tamaño aproximado de una manzana situados a los lados de la línea media y en lo alto
de la cavidad. El hueso pélvico es la mejor referencia, sobre todo el borde craneal
(Sorencen, 1984).
Es importante seguir una rutina regular observando la vulva para descubrir
manifestaciones de secreciones o flujos durante todo el proceso. La vagina es difícil de
identificar porque su pared es muy delgada y flácida, el cuello del útero es un elemento
importante de referencia, su relación con respecto al borde de la pelvis, su tamaño,
forma y el grado de movilidad. En novillas, el cuello del útero mide aproximadamente 2
a 3cm de diámetro y 5 a 6cm de longitud. La bifurcación de los cuernos uterinos se
identifica
justamente en posición craneal
con respecto al
cuello del útero
especialmente si se comprime contra el borde pélvico, en forma de una fisura o
hendidura antes de que se separen los cuernos, estos últimos se curvan inicialmente
hacia abajo y adelante y después hacia atrás y arriba cerca de la punta que está situada
de 5 a 6cm del cuello del útero. Por último, los ovarios se localizan más fácilmente
siguiendo los cuernos uterinos alrededor de la curvatura mayor y después dirigiendo
suavemente hacia atrás las puntas de los dedos en dirección al cuello del útero, se
determinará su posición, tamaño y naturaleza de las estructuras presentes sobre el
ovario, que pueden ser folículos, cuerpos lúteos, cuerpos albicans, folículos luteinizados
y quistes (Noakes, 1999).
En el toro se puede utilizar esta técnica, palpación rectal, para identificar las glándulas
bulbouretrales; se puede estimular a este nivel con un masaje suave y se logra que el
animal exteriorice el pene, entonces se puede explorar la mucosa.
Una técnica que parece ser de gran utilidad para estimar la eficiencia reproductiva con
base en la producción de espermatozoides, es la estimación del peso testicular a partir
de medidas in vivo de los testículos. El largo de los testículos se ha empleado para
estimar el peso de los mismos, pero presenta una limitante, ya que es difícil delimitar
los bordes exactos de la glándula por efecto del cordón espermático en la parte superior
y por el epidídimo en el extremo inferior. Otra medida es estimar el diámetro testicular a
31
través del escroto, ya que presenta una alta correlación con el peso de la glándula
(r=0.92) y con el número de espermatozoides producidos por eyaculado (r=0.76) y
(r=0.90). Sin embargo, esta medida puede verse afectada por la presencia de la lana en
el escroto, la grasa subcutánea y el grosor de la piel escrotal (Trejo, 1990; Aguirre,
2004).
Cuadro 1. Tamaño testicular aceptable en toros.
Edad del toro en meses
Circunferencia escrotal
mínima
Circunferencia escrotal
buena
12-15
30
>34
15-18
31
>36
19-21
32
>37
22-24
33
>38
Mayor de 24
34
>39
Figura 14. Palpación de aparato reproductor de la vaca.14
14
Adaptado de Chagoya. 1990
32
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Vaginoscopios, cubetas de 4 litros.
MATERIAL ALUMNO: Cuerdas, botas, overol, guantes de palpación, guantes de
látex, cubeta, jabón, toallas de papel, lámpara, espejo, cinta métrica.
MATERIAL BIOLÓGICO: Bovinos hembras y machos del módulo de bovinos de
leche del Centro de Producción Agropecuaria de la FES-Cuautitlán.
SOLUCIONES ANTISÉPTICAS. Yodo al 5%
PROCEDIMIENTO
1. Sujetar a la hembra, una por equipo de trabajo, asegurándose de que la
manipulación sea segura tanto para el alumno como para la vaca.
2. Colocarse los guantes de palpación y látex, si así lo prefiere, recuerde que la
mucosa de la hembra es una estructura muy delicada por lo que se pide tener
cuidado de no introducir la mano con uñas largas, pulseras, reloj o anillos.
3. Lubricar el guante antes de introducir la mano en el recto.
4. Ya en el interior, desplazar la mano sobre el piso del recto para identificar el
cérvix y las estructuras del aparto genital (Figura 15).
5. El siguiente paso será lavar con jabón y agua la vulva, secar con las toallas de
papel.
6. El vaginoscopio se desinfectará previamente, se le aplicará un antiséptico con
dos propósitos principales: lubricar y evitar un problema posterior de infección
para el animal, la forma adecuada de introducir el aparato es colocarlo de forma
vertical con el bisel hacia enfrente, se abren los labios de la vulva con una mano
y con la otra se introduce lentamente inclinándolo poco a poco, hasta llegar a
una posición horizontal, se introducirá con movimientos en semicírculo suaves,
una vez dentro con ayuda de una lámpara o un espejo (para reflejar la luz solar)
se revisara el cérvix y la mucosa vaginal.
33
7. Siguiendo las instrucciones de la primera parte, sujetar al toro, con el guante
lubricado, se introduce la mano y se palpan las glándulas bulbo uretrales; con
ayuda de un estimulo (masaje sobre las glándulas), el toro desvainará el pene.
8. La circunferencia testicular se mide utilizando una cinta métrica. Para facilitar la
medición se bajan los testículos jalando suavemente con la mano para que se
ubiquen en el fondo del escroto.
Figura 15. Medición de la Circunferencia Testicular.15
9. El volumen testicular se mide introduciendo en la cubeta los testículos, la
cantidad de agua sobrante en la cubeta se mide con una probeta, el cálculo se
hace, restando esta cantidad al volumen inicial.
15
Realizado por Alcantar, UNAM. 2007.
34
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA III.
1. Esquematiza el aparato reproductor de la vaca, señalando la relación anatómica
con otros órganos.
2. Realiza un dibujo de cómo se observa el cérvix a través del vaginoscopio.
3. Menciona qué es el neumo-recto y cual es la causa que lo ocasiona.
35
Diagrama Ecológico Práctica III. Anatomía de machos y hembras.
Práctica en vivo.
Palpación del aparato reproductor de la
hembra utilizando guante de palpación
y/o guante de látex.
Palpación del aparto reproductor del
macho utilizando guante de palpación
y/o guante de látex.
Fin de la práctica
Recolección de los
guantes en bolsas de
plástico
Incineración
36
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA III
ANATOMÍA DEL APARATO REPRODUCTOR DE MACHOS Y HEMBRAS.
PRÁCTICA EN VIVO.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
37
Practica IV. Identificación de las estructuras ováricas en las diferentes especies
domésticas e Identificación de ovocitos.
Duración: 4 horas
OBJETIVOS.
Que los alumnos reconozcan las estructuras presentes en los ovarios de diferentes
especies.
Identificar ovocitos, recolectados de ovarios de diferentes especies, para desarrollar la
habilidad de reconocer e identificar ovocitos.
GENERALIDADES.
El ovario se considera una glándula exocrina por la producción de ovocitos y endocrina
por la producción de hormonas esteroides que mantienen el desarrollo del aparato
reproductor. Las células germinales son las únicas estructuras del organismo que poseen
la capacidad de dividirse por meiosis sufriendo una reducción del número de
cromosomas, siendo responsables por la transmisión de la carga genética a los
descendientes (Banks, 1986; Hafez, 2000; Mesquita, 2006).
El ovario se constituye como un cuerpo ovoide en el que se puede distinguir una zona
gruesa periférica denominada corteza y una zona interna o médula. Recordando que en
la yegua presenta la disposición de forma inversa. La principal función del ovario es la
formación de ovocitos maduros para su expulsión hacia las trompas y su unión con los
espermatozoides (Banks, 1986; Moya, 2004).
El establecimiento de la actividad cíclica del ovario durante la pubertad, es importante
para la formación y liberación de los gametos, al igual que para el establecimiento de las
características de la madurez sexual. En la hembra, el sistema hipotálamo-hipofisiario se
desarrolla en ausencia de los estímulos hormonales. La producción de gametos se lleva
a cabo en el ovario embrionario por medio de la división meiótica de las células
38
germinales primitivas, la mitosis cesa con el nacimiento y en este momento ya existe él
número máximo de óvulos que la hembra tendrá en su vida; Cuando ocurre destrucción
de los gametos, el animal queda estéril. La meiosis, se detiene durante la etapa de
dictioteno (de reposo) y sólo se reanuda hasta que se presenta la pubertad (Hansel,
1981; Cunningham, 1999).
Los folículos ováricos se desarrollan en la corteza del ovario de hembras sexualmente
maduras y difieren entre sí por el tamaño de los ovocitos que contiene en su interior y
por el grado de diferenciación (Figura 16). Los folículos primordiales están formados
por una capa plana de células epiteliales, que en estadios más tardíos de su
diferenciación, se transforman en células de la teca interna, estos folículos contienen en
su interior la célula denominada ovocito. Tanto en las hembras prepúberes como las
púberes, se presenta el fenómeno de reclutamiento, que consiste en que un grupo de
folículos primordiales son activados para que sigan su desarrollo y se diferencien
(Köning, 2005; Trejo, 2008).
Los folículos secundarios (en crecimiento), también conocidos como antrales, se
componen de un epitelio estratificado de células poliédricas de la granulosa folicular
que rodean a un ovogonio. Todavía no se halla presente entre las células epiteliales una
cavidad llena de líquido, el antro. Se desarrolla una capa de glicoproteínas que se
denomina zona pelúcida que rodea a la membrana plasmática del ovogonio, cuando se
completa la formación de esta estructura, el ovogonio se convierte en ovocito primario.
Otra estructura que se forma en esta etapa es la corona radiada, ya que las células de la
granulosa que rodean inmediatamente al ovocito, se hacen prismáticas. Conforme
prosigue el desarrollo folicular, se forman pequeñas cavidades llenas de líquido (grietas)
entre las células de la granulosa folicular, denominándose por esto como antro folicular
(Priedkalns, 1980; Fernández, 2003; Trejo, 2008).
El folículo terciario o de Graaf, está formado por varias capas celulares de las cuales la
más interna es la capa granulosa, encargada de segregar el líquido folicular. Por fuera de
ella, existe una capa celulovascular que constituye las tecas foliculares. El ovocito está
situado en un cúmulo ovárico. El folículo de Graaf es el dispuesto para la ovulación. En
39
este momento, los componentes de las tecas han alcanzado su máximo desarrollo, la
interna esta formada por células fusiformes, que se asemejan a los fibroblastos; sin
embargo, son células productoras de estrógenos. La teca externa continúa con las
mismas características (Gürtler, 1979; Moya, 2004).
Una vez que el folículo ovárico ha alcanzado la madurez, el ovocito debe ser liberado
para su encuentro con el espermatozoide. Al proceso de salida del ovocito con los
componentes foliculares se le denomina ovulación, y para que ésta se produzca es
necesaria la lisis del folículo de Graaf. Se forma un estigma sobre la superficie del
ovario a modo de cono; posteriormente se rompe (cuerpo hemorrágico), dando lugar a la
salida brusca del ovocito, acompañado de la corona radiada, y es captado por la fimbria
del oviducto (Wittke, 1978; Moya, 2004).
La formación del cuerpo lúteo, comienza cuando la secreción de la granulosa cambia de
estrógenos a progesterona, conversión denominada luteinización de la granulosa, que se
debe a la oleada preovulatoria de LH. En algunas especies, la teca también contribuye a
la composición del cuerpo lúteo. Un coágulo de fibrina que se forma en la cavidad del
folículo colapsado sirve como base para que se desarrollen las células luteas. La
membrana que separa la granulosa de la teca se reorganiza y esto permite el crecimiento
de vasos sanguíneos hacia el interior del remanente folicular y así se vascularizan las
regiones tisulares que contiene las células de la granulosa y la teca. En muchas
especies, la oleada preovulatoria de LH determinan la formación y el mantenimiento
inicial del cuerpo lúteo (Hansel, 1981).
En el caso de que el espermatozoide no fecunde el oocito, el cuerpo luteo involuciona
rápidamente. Las células luteínicas se cargan de lípidos y degeneran, al igual que el
resto de los componentes, y el cuerpo lúteo se transforma en un tejido cicatrizal blanco,
conociéndose a partir de este momento como cuerpo albicans que con el paso del
tiempo migra hacia el interior del ovario y desaparece progresivamente. Si el cuerpo
luteo se mantiene por la fecundación y la anidación del embrión en el endometrio, las
células luteinicas se mantienen durante toda la gestación, denominándose cuerpo luteo
persistente (Moya, 2004).
40
Figura 16. Estructuras ováricas.16
Cuerpo albicans
Folículo atresico
Folículo de graaf
Folículo terciario
Folículo roto
Folículo secundario
Cuerpo luteo
Folículo primario
Cuerpo luteo en regresión
16
Adaptado de Fradson, R.D., Spurgeon, T.L. 1992.
41
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas, cajas de Petri, microscopio estereoscópico.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disección, guantes de cirujano, hilo de
algodón, etiquetas, solución salina fisiológica, jeringas 3 cm3 e insulinicas, bisturí,
pinzas, tijeras, agujas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Ovarios de diferentes especies de hembras domésticas.
REACTIVOS: Solución salina fisiológica, colorante rosa de bengala.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositar el material biológico en las charolas
3. Para proceder a la identificación de las estructuras ováricas, se requiere la
utilización de guantes de cirujano y el instrumental adecuado.
4. Con ayuda de hilo y etiquetas identificar la estructura que se está señalando.
(Figura 15)
5. En una caja de petri con solución salina fisiológica, se verterá unas gotas de
colorante rosa de bengala. Puncionar los folículos, con jeringa y aguja, y
depositar el contenido en la caja de petri; con ayuda del microscopio
estereoscopico identificar los ovocitos. (ver figura 17)
42
Figura. 17. Técnica de recolección de ovocitos.
6. El material biológico así como los guantes de látex resultantes de esta práctica,
se depositarán en bolsas de plástico de color amarillo, para su destino final, la
cremación. Es importante destacar que este material será llevado por los
alumnos que se designen en el momento de la práctica por el profesor.
7. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará en la estufa,
que se localiza en el laboratorio.
8. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
9. La limpieza y desinfección del área de trabajo es de suma importancia para
mantener limpio el laboratorio.
10. Como punto final el profesor realizará la evaluación de la práctica.
43
EVALUACIÓN PRÁCTICA IV.
1. Esquematiza de forma detallada las estructuras que conforman el folículo de
Graaf.
2. Define Gametogénesis.
3. Define Ovogénesis.
4. Define Foliculogénesis.
44
Diagrama Ecológico Práctica IV. Identificación de las estructuras ováricas en las
diferentes especies domesticas e identificación de ovocitos.
Depositar el material
biológico en charolas
Descripción de las
estructuras
Depositar en una caja de petri
solución salina fisiológica con
unas gotas de colorante rosa
de bengala
Punción de folículos de la
corteza ovárica, vaciar el
contenido folicular en la
caja de Petri.
Fin de la práctica
El sobrante de las cajas de
Petri se desecha en la
tarja.
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
el material biológico
Incineración
45
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA IV
IDENTIFICACIÓN DE LAS ESTRUCTURAS OVÁRICAS EN LAS
DIFERENTES ESPECIES DOMÉSTICAS E IDENTIFICACIÓN DE
OVOCITOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
46
PRÁCTICA V. Endocrinología de la reproducción. Principales productos
hormonales y su aplicación en las diversas especies domésticas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVOS.
El alumno aplicará su conocimiento sobre las hormonas y su uso en tratamientos para
resolver entidades fisiológicas y patológicas del aparato reproductor de diferentes
especies domésticas.
Que el alumno pueda seleccionar el producto hormonal de mayor conveniencia para su
práctica profesional, basándose en el conocimiento de los productos.
GENERALIDADES.
La endocrinología de la reproducción se refiere a la bioquímica, funcionamiento,
farmacología y biología molecular de las hormonas y sus receptores. Las hormonas
sintetizadas y secretadas por glándulas endocrinas son transportadas en el aparato
circulatorio para estimular, inhibir o interactuar con la actividad funcional o el órgano
blanco específico y producir una amplia variedad de respuestas (Hafez, 2000; Esperón,
2004).
Para comprender los mecanismos que gobiernan las funciones de la reproducción, es
necesario considerar la relación que existe entre la glándula pituitaria, el hipotálamo y
los centros superiores del encéfalo. Las hormonas de la glándula pituitaria regulan las
funciones de la reproducción y mediante el hipotálamo se consigue la integración global
de la actividad de la pituitaria con el comportamiento y rendimiento del animal (Hunter,
1987).
El hipotálamo forma la base del cerebro en la región del diencéfalo, una subdivisión del
proencéfalo, esta limitado frontalmente por el quiasma óptico, caudalmente por los
cuerpos mamilares y dorsalmente por el tálamo, la otra región que forma el diencéfalo;
esta parte del cerebro esta rodeada por liquido cerebroespinal del tercer ventrículo. La
47
hipófisis o glándula pituitaria está localizada debajo del hipotálamo en un hueco en
forma de nicho del hueso esfenoides conocido como “silla turca”, y se encuentra ligada
al hipotálamo. La hipófisis está formada por dos lóbulos distintos, la hipófisis posterior
o neurohipófisis y la hipófisis anterior o adenohipófisis. La hipófisis posterior es tejido
nervioso que se desarrolla a partir del diencéfalo; recibe hormonas que han sido
sintetizadas en las neuronas magnocelulares hipotalámicas, que son transportadas a lo
largo de los axones hasta la hipófisis posterior. La hipófisis anterior es tejido glandular,
subdividida en tres porciones conocidas como parte distal, parte tuberal y parte
intermedia. Esta es la glándula principal que produce una gran cantidad de hormonas
tróficas que estimulan la liberación de otras hormonas en varios tejidos diana (Hafez,
2000; Squires, 2006; Soto, 2008).
Las dos hormonas liberadas desde la hipófisis posterior son la oxitocina y la
vasopresina. La primera produce contracciones del músculo liso, incluyendo las células
mioepiteliales para la bajada de la leche y por su parte la vasopresina estimula la
reabsorción de agua del túbulo distal del riñón manteniendo la osmolaridad sanguínea.
La hipófisis anterior segrega seis hormonas: la Somatotropina, hormona del crecimiento
(GH); la hormona adrenocorticotropa (ACTH); la Tirotropina, hormona estimuladora de
la tiroides (TSH); la hormona folículo estimulante (FSH); la hormona luteinizante (LH)
y la hormona Prolactina (PRL) (Hunter, 1987; Squires, 2006).
El encéfalo recibe información del medio ambiente externo e interno del animal
mediante una gama completa de corrientes nerviosas sensitivas que llegan al mismo,
posteriormente el hipotálamo recibe la información adecuada que le transmite el
encéfalo, y la secuencia endocrina de respuestas tiene lugar desde el hipotálamo
(Hunter, 1987; Ruckeebusch, 1994; Soto, 2008).
48
MATERIAL DEL ALUMNO: Bata, cajas de productos hormonales de cualquier
laboratorio, vademécum veterinario.
PROCEDIMIENTO.
Los alumnos leerán las indicaciones de cada una de las cajas de medicamentos
hormonales y lo complementarán con el vademécum veterinario, para resolver las
siguientes entidades patológicas y fisiológicas, en los cuadros que continuación se
presentan. La evaluación de esta práctica comprende el correcto llenado de estos
cuadros.
49
Tabla 1. Diferentes entidades patológicas reproductivas.
ENTIDADES
PRINCIPIO
PATOLÓGICAS ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
1. Quiste
folicular
luteinizado
2. Quiste
folicular.
3. Ovarios
estáticos.
4. Piómetra.
5. Metritis.
6. Quiste lúteo.
7. Ovulación
retardada.
8. Tonificación e
involución
uterina.
50
Tabla 1. Continuación
ENTIDADES
PATOLÓGICAS
PRINCIPIO
ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
9. Endometritis.
10. Retención
placentaria
11. Corrección
del anestro.
12. Calor
silencioso.
13.
Mantenimiento
de la preñez.
51
Tabla 2. Entidades Fisiológicas reproductivas.
ENTIDADES
FISIOLOGICAS
PRINCIPIO
ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
1. Sincronización
de parto.
2. Sincronización
de calores.
3.
Superovulación.
4. Sincronización
de la ovulación.
5. Inducción a la
ovulación.
6 .Incrementar la
fertilidad en las
vacas.
52
Tabla 2. Continuación.
ENTIDADES
FISIOLOGICAS
PRINCIPIO
ACTIVO
PRODUCTO
COMERCIAL
DOSIS
TERAPÉUTICA
LABORATORIO OBSERVACIONES
7. Estimulación
de la génesis y
maduración del
gameto
8. Inducción al
aborto.
9. Control del
celo en perros.
10. Maduración
folicular.
11. Inducción de
la lactación.
12. Tonificación e
involución
uterina.
53
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA V
ENDOCRINOLOGÍA DE LA REPRODUCCIÓN. PRINCIPALES PRODUCTOS
HORMONALES Y SU APLICACIÓN EN LAS DIVERSAS ESPECIES
DOMÉSTICAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
54
Práctica VI. Endocrinología.
Evaluación de la respuesta ovulatoria en ratas púberes tras la aplicación de
Gonadotropina Coriónica equina (eCG).
Duración: 4 horas
OBJETIVOS.
Observar el efecto de la Gonadotropina Coriónica Equina (eCG) en los ovarios de ratas
en la etapa de pubertad.
Que el alumno conozca el empleo de la eCG en medicina veterinaria, como una
herramienta útil para el manejo reproductivo.
GENERALIDADES.
La yegua produce una gonadotropina llamada gonadotropina coriónica equina (eCG),
antes denominada gonadotropina sérica de yegua gestante - PMSG (Swenson, 1999). El
trofoblasto equino sintetiza esta hormona desde el día 35 hasta el 120 – 150 de la
gestación, la eCG ayuda a mantener el cuerpo lúteo durante las primeras fases de la
gestación porque su secreción empieza después de que se haya impedido la regresión
del cuerpo luteo. Sin embargo, la eCG juega un importante papel de inmunoregulación
durante la implantación que es el día 35 y en la formación de cuerpos luteos accesorios
(Hafez, 2000; Engelhardt, 2002).
La eCG fue descubierta por el profesor Harold Cole en 1930, cuando la sangre de
yeguas preñadas produjo madurez sexual en ratas inmaduras. Es una glucoproteína con
subunidades alfa y beta similares a las de LH y FSH pero con mayor contenido de
carbohidratos, en especial ácido siálico al que se le atribuye la larga vida media de la
eCG. Esta gonadotropina placentaria es secretada por el útero equino; las copas
endometriales se forman hacia el día 40 de la preñez y persisten hasta el día 85. Se ha
implicado a la eCG en el desarrollo folicular y la formación de folículos secundarios,
pero evidencias recientes refutan este argumento. Ahora se sabe que la eCG no tiene
55
propiedades similares a la FSH en la yegua, aunque las tenga en otros animales
domésticos, donde se utiliza para provocar una superovulación. Si es que tiene un papel
en el desarrollo folicular, esto ocurre únicamente mediante su acción sinérgica con los
pulsos naturales de FSH. La eCG sí que tiene efectos similares a la hormona LH
actuando como factor luteinizante en la formación de los cuerpos luteos secundarios, y
también podría estar implicada en parte en el
mantenimiento del cuerpo luteo
(Blanchard, 1998; Morel, 2005).
No obstante, la gonadotropina del suero de la yegua preñada suele calificarse como una
hormona de tipo “FSH”. El periodo de acción de esta hormona es bastante prolongado
debido a que no pasa el filtro renal y permanece en la circulación del animal inyectado o
en la sangre de la yegua gestante que la ha producido (McDonald, 1989).
Esta práctica está encaminada a probar la acción de la eCG en ratas jóvenes, los
alumnos tendrán un espacio para habilitarse en el campo experimental.
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Báscula granataria,
microscopio estereoscópico,
cajas de Petri.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disecciones, guantes de cirujano, jeringas
3cm3 e insulínicas, torundas impregnadas de alcohol, marcador permanente, torundas de
algodón.
MATERIAL BIOLÓGICO: 6 ratas hembras púberes, por cada 2 equipos de trabajo.
REACTIVOS: Solución salina fisiológica, Gonadotropina Coriónica equina (Folligon),
colorante Rosa de Bengala, cloroformo, xilacina, pentobarbital.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
56
PROCEDIMIENTO.
El procedimiento se divide en 2 etapas:
Etapa 1:
1. Identificar y pesar cada una de las ratas con ayuda de la báscula granataria.
2. Inyectar dos ratas con 0.3 ml de solución salina por vía subcutánea,
identificarlas con el número 1 y 2. Este será el grupo testigo.
3. Inyectar cuatro ratas con 0.3 ml de eCG por vía subcutánea (Folligon, 1000
UI/5ml), identificarlas con los números del 3 al 6. Este será el grupo
experimental.
Etapa 2:
1. Esperar de 48 a 72 horas para que actúe la eCG.
2. Al término de este tiempo se sacrifican las ratas aplicando un tranquilizante y
posteriormente una sobredosis de anestésico o bien en un frasco de vidrio se
pondrá una torunda impregnada con cloroformo.
3. A la necropsia, se identificarán los cambios a nivel de los ovarios
comparándolos con los de los animales del grupo testigo.
4. Extraer el aparato reproductor y depositarlo en cajas de Petri.
5. Con ayuda del microscopio estereoscópico se observará el desarrollo folicular
en los ovarios.
6. De ser posible, se hará la punción de los folículos para observar los ovocitos; se
depositarán en una caja de Petri que contenga solución salina con colorante rosa
de bengala y se observarán al microscopio estereoscópico para su identificación.
7. Recuerde hacer las anotaciones pertinentes para interpretar los resultados que se
obtengan.
8. La práctica será evaluada al que presentar un reporte escrito que contenga:
Titulo, objetivo, generalidades, material y procedimiento, interpretación de
resultados, discusión, conclusión y referencias, este reporte se entregará en la
próxima sección de laboratorio, por equipo.
57
Figura 18. Aplicación de Gonadotropina Coriónica Equina (eCG) en ratas púberes.
SSF
eCG
Inyectar eCG
Vía Subcutánea
Inyectar Solución salina
Vía Subcutánea
48 – 72 horas
Sacrificar a las hembras
A la necropsia revisar los cambios a nivel de aparato reproductor de las ratas
58
Diagrama Ecológico Práctica VI. Endocrinología. Respuesta ovulatoria en ratas púberes
posterior a la aplicación de Gonadotropina Corionica Equina (eCG).
Aplicación de la
hormona
Recolección de las
jeringas, agujas y frascos
vacíos
Sacrificio de las ratas
Incineración
Necropsia, disección del
aparato reproductor de la
hembra
Fin de la
práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo-cortantes
Depositar en bolsas amarillas los
cadáveres y los guantes de látex.
Incineración
59
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICAVI
ENDOCRINOLOGÍA. EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA OVULATORIA EN
RATAS PÚBERES TRAS LA APLICACIÓN DE GONADOTROPINA
CORIÓNICA EQUINA (ECG).
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
60
PRACTICA VII. Citología vaginal en perras.
Duración: 4 horas.
OBJETIVOS.
El alumno aprenderá a realizar un frotis vaginal, utilizar la tinción de Wright y de Shorr,
así como la interpretación de una citología vaginal en perra.
Conocerá la utilidad de esta técnica para determinar las diferentes etapas del ciclo estral
de las perras.
GENERALIDADES.
El ciclo estral es una secuencia coordinada de cambios ováricos, útero - vaginales y de
comportamiento, que se ha desarrollado en los mamíferos para asegurar la producción y
la fertilización de los gametos femeninos y el desarrollo intrauterino del feto (Jeffcoate,
2000). La influencia de las hormonas ováricas sobre el epitelio vaginal, ocasiona
cambios citológicos característicos que permiten determinar la etapa del ciclo estral en
la que se encuentra la hembra, por lo que es un método ampliamente utilizado en
medicina veterinaria (De Buen, 2001).
La citología vaginal proporciona información sobre la fase del ciclo estral, la presencia
de inflamaciones de la vagina o en el útero, si el cérvix está abierto, y de tumor venéreo
transmisible. La acción de los estrógenos sobre el epitelio vaginal provoca hiperplasia,
hipertrofia, queratinización y exfoliación de las células (Hansel, 1981; Jeffcoate, 2000;
Malcom, 1999).
Considerando que el metaestro empieza cuando la proporción de la células superficiales
en el frotis vaginal es de al menos el 20%, la ovulación tiene lugar unos 6 días antes del
primer día del metaestro (Jeffcoate, 2000; Radostits, 2002).
61
En fases de acción estrogénica mínima como el anestro, metaestro y la pubertad, las
células presentes en el frotis son las intermedias. Miden de 20 a 40 micras y varían de
acuerdo a su grado de maduración. Son redondas o poligonales de contornos bien
definidos, citoplasma abundante, éste dependiendo del pH celular, puede ser basófilo
(morado) o eosinófilo (rosa). Núcleo redondo u oval, con membrana definida se
observan cromócentros y cromatina sexual. Las parabasales son redondas u ovales de
tamaño variable miden de 12 a 30µ. El núcleo ocupa casi toda la superficie celular, su
citoplasma es escaso generalmente basófilo y ocasionalmente está vacuolado; puede
haber la presencia de neutrófilos.
Al iniciarse el proestro, las células se hacen mas diferenciadas y los tipos de células
epiteliales que aparecen son las superficiales, son las más maduras del epitelio, de forma
poligonal y miden de 35 a 45 micras. Tienen un citoplasma transparente y núcleo
picnótico. Como la madurez del epitelio rara vez se lleva a cabo en ausencia de
estrógenos, el núcleo picnótico es un dato de actividad estrogénica. En el citoplasma se
pueden encontrar pequeños gránulos ácidofilos con localización perinuclear o
periféricos, éstos contienen lípidos y su presencia es estrógeno-dependiente. También
hay eritrocitos y durante los primeros días pueden verse neutrófilos. Hacia la mitad del
proestro, los neutrófilos desaparecen, al igual de que las células parabasales y las
intermedias. Al final del proestro solo aparecerán células superficiales, aunque todavía
se pueden ver glóbulos rojos. La mitad del estro se caracteriza por la presencia de
células superficiales, la mayoría de las cuales son anucledas con el fondo del frotis
limpio y claro. Durante el estro puede o no haber presencia de eritrocitos.
En el diestro hay numerosas células intermedias y parabasales, un fenómeno
característico es el elevado número de neutrófilos al inicio de esta fase (Dellman, 1999;
Jeffcoate, 2000; De Buen, 2001; Radostits, 2002).
Las células basales o germinales son pequeñas, redondas u ovales, de tamaño uniforme
12 a 13 micras, con núcleo central de cromatina granular, a veces se observa un
nucleolo evidente y ocasionalmente se puede observar mitosis; el citoplasma es basófilo
62
y escaso. A partir de estas células se lleva a cabo la regeneración del epitelio, suelen
observarse en atrofia, vaginitis o cuando existen úlceras en la mucosa.
Las células naviculares son alargadas con forma de barco, tienen importancia en la
citología de hembras preñadas donde además tienen gran cantidad de glucógeno. Las
escamas son células muertas por lo tanto carecen de núcleo, representan la etapa final de
la maduración del epitelio vaginal. Otras células no epiteliales como los eosinófilos,
leucocitos, macrófagos y espermatozoides se pueden encontrar normalmente en los
frotis vaginales.
Los cambios citológicos en un frotis vaginal puede utilizarse para:
a) Monitorizar o detectar anomalías en las fases del ciclo estral.
b) Determinar el periodo para la cubrición.
c) Detectar cubriciones indeseadas.
d) Determinar la etapa del ciclo estral que es el objetivo principal que se busca en esta
práctica (Jeffcoate, 2000).
63
Cuadro 2. Tipos celulares que pueden aparecer en un frotis vaginal (Gadea, 2003).
Células
básales
Son las células mas jóvenes del epitelio
vaginal, precursoras de los otros tipos
de células, raramente aparecen en el
frotis. Son pequeñas, redondas,
regulares con núcleo grande y esférico.
Células
parabasales
Muy similares a las básales solo que
más grandes, pueden tener vacuolas en
su citoplasma, son uniformes en su
tamaño y forma.
Células
intermedias
Estas células varían en tamaño,
generalmente son del doble, en
comparación
con
las
células
parabasales, sus bordes van desde
redondeados hasta angulares. El núcleo
se observa ovalado y de menor tamaño.
Son las más viejas del epitelio vaginal,
Células
Superficiales tienen el núcleo pequeño, ovalado y
claramente picnótico. Su citoplasma es
abundante
y
queratinizado,
sus
contornos son irregulares, plegándose
hacia si mismos.
64
Escamas
Estas células están muertas, por lo tanto
carecen de núcleo, representan la etapa
final de la maduración del epitelio
vaginal.
Células
naviculares
Son alargadas con forma de bote, tienen
importancia en la citología de las
hembras preñadas, donde además tienen
gran cantidad de glucógeno.
65
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Porta objetos, microscopio óptico, lápiz punta de
diamante.
MATERIAL ALUMNO: Bata, guantes de cirujano, hisopos de algodón largos.
MATERIAL BIOLÓGICO: Perras prepúberes, púberes y en edad reproductiva.
REACTIVOS:
Solución
salina
fisiológica,
Colorante
de
Wright,
solución
amortiguadora (Fosfato monopotásico, 6.63 g; fosfato di sódico, 2.56 g; agua c.b.p.
1000 ml), tren de tinción de Harri-Shorr.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Se pide al dueño o encargado de la paciente que la sujete, para colocarle un
bozal, enseguida se sube en la mesa del trabajo, si el tamaño o el temperamento
de la perra dificultaran la toma de la muestra se realizará, sin subirla.
2. La toma de la muestra se realiza con un hisopo de algodón estéril con una
longitud mínima de 15 cm, humedecido previamente con solución salina
fisiológica.
3. Los labios vulvares se separan con una mano y con la otra se introduce el
hisopo, si la hembra es pequeña se introducirá aproximadamente 2 cm, en el
caso de perras de talla mediana se introduce solo hasta la mitad del tamaño total
del hisopo. Para evitar la fosa del clítoris se debe abrir un poco los labios
bulbares para ver el clítoris esto servirá para como referencia para no colocar en
este punto el hisopo.
66
4. Recoger la muestra mediante movimientos de rotación sobre la mucosa vaginal
(Figura 19).
5. Tras retirar el hisopo, éste se gira sobre un portaobjetos, ya identificado con
ayuda del lápiz punta de diamante, y se seca al aire si se utiliza la tinción de
Wright; si la tinción empleada es la de Shorr se fijará el frotis con alcohol.
Figura 19. Colocación del hisopo para obtener la muestra de mucosa vaginal.17
17
Adaptado de Sisson,1981
67
Tinción de Wright.
1. Se coloca el colorante sobre el frotis, cubriéndolo totalmente y se dejan pasar 2
minutos.
2. Se añade solución amortiguadora sobre el frotis, sin derramar el colorante
previamente colocado, durante 7 minutos, se observará sobre la superficie una
coloración metálica
3. Se decanta.
4. Se lava con agua de la llave por 30 segundos.
5. Se seca al aire.
6. Observar al microscopio.
7. Realizar la interpretación, para determinar la etapa del ciclo estral o alguna
posible alteración.
Tinción de Shorr (Gadea, 2003).
1. Hacer 10 inmersiones en Alcohol de 70º, cada inmersión dura 1 segundo.
2. Hacer 10 inmersiones en Alcohol de 50º
3. Hacer 10 inmersiones en agua destilada
4. Poner en Hematoxilina de Harris, durante 2 minutos
5. Se realizan 2 inmersiones en agua destilada(en dos recipientes diferentes)
6. 1 minuto en Alcohol amoniacal
7. Hacer una inmersión en agua destilada
8. Hacer una inmersión en Alcohol de 70º
9. 1 inmersión en Alcohol de 95º
10. Poner el frotis 2 minutos en colorante de Shorr
11. Hacer una inmersión en Alcohol 95º
12. Hacer una inmersión en Alcohol de 100º
13. Dejar secar y observar al microscopio.
68
EVALUACION DE PRACTICA VII.
EVALUACIÓN VISUAL.
1. Identifica la tinción utilizada en la muestra que se te presenta.
2. Identifica el tipo de célula que se te muestra a continuación.
3. Con las imágenes que se te presentan a continuación, determina la etapa del
ciclo estral en la que se encuentra la paciente.
4. Que recomendaciones darías al dueño de la paciente en caso de encontrar este
tipo de células.
69
Diagrama Ecológico Práctica VII. Citología vaginal en perras.
Toma de muestra vaginal con ayuda
de un hisopo largo.
Utilizar guantes de látex
Girar el hisopo sobre un porta
objetos y teñir.
Fin de la práctica
Depositar los frotis teñidos
en el recipiente de punzo
cortantes
Depositar los guantes y los hisopos
en una bolsa amarilla.
Incineración
70
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA VII
CITOLOGÍA VAGINAL EN PERRAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
71
PRACTICA VIII. Diagnóstico de gestación por ultrasonido en ovinos, caprinos
caninos y felinos.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Capacitar a los alumnos en la técnica de diagnóstico de gestación por ultrasonido en
ovejas, cabras y perras, considerando la eficacia, seguridad y costo de este método.
GENERALIDADES.
La ecografía de tiempo real, se aplica actualmente en la práctica veterinaria para el
diagnóstico precoz de la gestación, y para el reconocimiento y manejo de las
gestaciones. La mayoría de los dispositivos para ecografía de uso común son lineales, es
decir, emiten un rayo paralelo de ultrasonido que reproduce una imagen rectangular
(Allen, 1994).
La ecografía se basa en la capacidad de los tejidos y de las estructuras llenas de líquido
para reflejar o propagar las ondas sonoras. Un transductor o sonda emite un rayo sonoro
y la proporción del rayo que es reflejada hacia la sonda se transforma en impulsos
eléctricos que se manifiestan
sobre una pantalla en forma de una imagen en
movimiento. Las estructuras llenas de líquido no reflejan las ondas sonoras y aparecen
de color negro mientras que los tejidos densos como los huesos reflejan la mayor parte
del rayo sonoro y aparecen blancos. Otros tejidos se observan con distintas tonalidades
de gris dependiendo de su capacidad para reflejar los sonidos (Powell, 2000).
72
Figura 20. Ecógrafo de tiempo real.
Los
ultrasonidos
son,
sencillamente,
sonidos
de
muy alta
frecuencia,
de
aproximadamente 1. 5 - 7 (MHz), muy alejados de los que puede detectar el oído
humano. En los instrumentos empleados para el diagnóstico de la gestación y
determinación del número de fetos en el ganado ovino, los ultrasonidos se producen en
un instrumento conocido como transductor, que contiene un cristal o cristales piezoelectrónicos, que convierten la energía eléctrica aplicada en energía ultrasónica, o bien,
convierten la energía mecánica (vibraciones ultrasónicas) en energía eléctrica (Figura
21); por esto, el transductor puede utilizarse para transmitir ultrasonidos o para recibir el
eco de retorno (Fayez, 1994).
Figura 21. Tipos de transductores. Transabdominal (izquierda), transrectal (derecha)
73
En ovinos y caprinos, la ecografía, permite la visualización directa de los líquidos
fetales, las carúnculas y el feto; además, es posible detectar el número y la viabilidad de
los productos. El examen ultrasonografico en la oveja y la cabra puede realizarse de dos
maneras: una es aplicando la sonda en la porción ventral del abdomen (ultrasonografía
transcutánea), o introduciendo la sonda por vía rectal (ultrasonografía transrectal). En
general, el examen transrectal es más seguro que el transcutáneo hasta el día 35 de la
gestación, entre los días 35 a 70 ambos métodos son eficientes; el método transcutáneo
se prefiere durante la segunda mitad de la gestación. Las sondas (“scanners”) de 5 MHz
son las más apropiadas. La seguridad de un diagnóstico positivo de gestación al utilizar
la ultrasonografía transrectal puede exceder el 95%, alrededor del día 25 de la gestación.
El examen después del día 40 de gestación permite identificar correctamente a casi
todos los animales no gestantes. La ultrasonografía transcutánea permite alcanzar una
seguridad del 95%, para un diagnóstico positivo de gestación si se realiza entre los días
40 a 50, y después del día 50 está será del 99% (Ortega, 1999; Pérez, 2006).
Las pruebas de gestación contribuyen a la eficiencia de los programas de Inseminación
Artificial. Estas pruebas identifican a las hembras no gestantes, y permiten al productor
decidir entre reinseminar o no a las hembras vacías, utilizarlas en monta directa o
desecharlas. El uso de estas pruebas está frecuentemente relacionado con los costos y su
facilidad de empleo (Arbiza, 1986; Delgadillo, 2005).
El ultrasonido en escala gris y tiempo real es una herramienta diagnóstica invalorable en
las perras y gatas. La ultrasonografía en términos generales es tolerada mucho mejor
que la radiología, dado que rara vez es necesaria la inmovilización absoluta del animal.
Es más segura que las placas radiográficas para el propietario debido a la ausencia de
radiación ionizante.
En perras, el ultrasonido permite efectuar el diagnóstico desde el día 29 de la gestación,
se hace con la finalidad de revisar al mismo tiempo el estado de salud del útero y
determinar si la gestación es normal o se está desarrollando una seudogestación o una
piometra. El ultrasonido permite conocer si los fetos están vivos, el tamaño de los
mismos o las dimensiones e integridad de la pelvis (Páramo, 2006).
74
En las gatas las pruebas hormonales no tienen valor, el diagnóstico se establece en
función del examen clínico, radiográfico y más recientemente el ecográfico que permite
diagnosticar la gestación a partir del día 21-25. Los movimientos del feto aparecen el
día 28, a partir de la sexta semana, se perciben las diferentes partes del feto (Páramo,
2006; Valencia, 2006).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Ultrasonido de tiempo real, transductores de 3.5 y 5
Mhz.
MATERIAL ALUMNO: Bata, botas, overol, guantes desechables y guantes de látex.
MATERIAL BIOLÓGICO: ovejas, cabras, perras y gatas.
REACTIVOS: Gel para ultrasonido.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante para la mesa de trabajo
(hipoclorito al 1%), toallas de papel.
75
PROCEDIMIENTO
En ovejas y cabras.
1. Conectar el aparato de ultrasonido en una toma de corriente adecuada para evitar
daños, hay que tener la precaución de colocarlo en una base o mesa fija que
soporte el peso de éste, colocar el transductor transrectal para diagnóstico de una
gestación de poco tiempo o transabdominal para hembras con mas tiempo desde
la monta o Inseminación Artificial.
2. Esta práctica se realizará en los módulos de producción de la FES-C. Se
utilizarán las mangas de manejo de dichas instalaciones y se atenderán las
indicaciones de manejo de los encargados del módulo correspondiente.
3. El primer examen se realiza con el transductor transrectal, lubricando con el gel
para ultrasonido.
4. Se deberá identificar en el animal el lugar adecuado para la colocación del
transductor de 3.5 MHz para el método transcutáneo. El transductor se coloca en
la parte inferior del flanco derecho exactamente por un lado de la ubre, con 30º
de inclinación. Observar en el monitor para emitir el diagnóstico.
5. Identificar la unión de caruncula-cotiledón, con ayuda del ultrasonido medir el
diámetro de estas estructuras.
6. Identificación de estructuras como son: cabeza, columna, miembros anteriores o
posteriores, latido cardiaco.
7. Posibilidad de realizar conteo fetal.
8. Percibir movimientos fetales.
9. Se reportan los resultados del examen identificando a la paciente con su número
de registro, y solo se expresa como positivo (+), negativo (-), y en algunos casos
en los que se tenga duda se puede registrar como sospechoso, posteriormente se
realizará otro examen para dar un diagnostico más acertado.
76
Figura 22. Esquema que muestra la colocación adecuada del transductor (izquierda),
Fotografía que muestra la presencia de placentomas en una oveja (derecha De Lucas,
2007).18
En perras y gatas.
1. Se pide al dueño o responsable de la paciente que la coloque sobre la mesa de
exploración y que la sujete, si es necesario se le colocará un bozal para evitar
que lastime a alguien.
2. Si la zona ventral de la perra está cubierta de pelo se recomienda rasurar para
tener un mejor contacto, ya que el pelo dificulta el examen.
3. Se coloca el transductor de 3.5 MHz en la parte abdominal de la paciente,
previamente se pondrá el gél en el transductor, que facilita el contacto y se
observa en la pantalla del ae|arato la presencia de las vesículas amnióticas e
incluso los movimientos fetales.
18
Adaptado de De Lucas, 2007.
77
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA VIII.
1. Interpreta las siguientes fotografías que se representan a continuación.
a)
b)
c)
2. Que estructura se esta señalando con la flecha.
3. Esquematiza las partes del ecógrafo, mencionando las partes que lo integran.
78
Diagrama ecológico Práctica VIII. Diagnostico de gestación por ultrasonido en ovinos,
caprinos y caninos.
Corrales
Laboratorio
Sujetar a la oveja o
cabra
Sujetar a la perra y
ponerla en la mesa de
trabajo
Realizar el
gestación
Dx
de
Fin de la
práctica
Recoger cualquier desecho
generado: guantes, toallas de
papel, etc.
Limpieza y desinfección de
las mesas de trabajo
Depósito de basura
79
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA VIII
DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN POR ULTRASONIDO EN OVINOS,
CAPRINOS, CANINOS Y FELINOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
80
Practica IX. Diagnóstico de gestación, por el método de palpación rectal en vacas.
Duración: 2 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad de diagnosticar por medio de la técnica de
palpación rectal las vacas gestantes.
GENERALIDADES.
El método mas popular y sencillo para la detección de la gestación, consiste en un
examen interno del aparato reproductor de la hembra por vía rectal, que se conoce como
palpación rectal. El diagnóstico precoz es de gran importancia en las especies de interés
zootécnico, ya que en éstas, en general, se intenta intensificar al máximo el ciclo
reproductivo limitando en la medida de lo posible los periodos de incertidumbre
(Camacho, 1995; Phillips, 2003; Gordón, 2006).
Palpación significa sentir y, obviamente, este método implica sentir el aparato
reproductor de la vaca en busca de signos de la preñez. Los signos iniciales de la
gestación pueden ser agrandamiento, desplazamiento, presencia de algún feto o de
hallazgos secundarios como líquido, placentomas y modificación de la arteria uterina.
La palpación rectal proporciona una exactitud superior al 95% siempre que como
mínimo se identifique un signo positivo (Sorensen, 1984; Noakes, 1999).
El cuerpo luteo de gestación, por palpación no es posible diferenciarlo de un cuerpo
luteo cíclico, sino hasta 3 semanas después de la cubrición o inseminación artificial.
Desde los 35-40 días de la gestación, es posible palpar la membrana del alantocorion; en
el tipo de placenta cotiledonaria, característica de la vaca, el alantocorion es la única
membrana unida al endometrio, por las carúnculas. Ésta se identifica como una banda
de tejido deslizante del punto de fijación, inmediatamente antes de la pared del cuerpo
uterino (Zemjanis, 1987; Gordón, 2006).
81
A los 45 días de preñez, la vesícula amniótica crece ya al tamaño de un huevo de gallina
(4cm). El útero todavía está en posición alta, dentro de la cavidad; el tono del útero
aumenta y los placentomas empiezan a formarse. Si se pone la mano por debajo del
útero se facilita sentir la estructura. A los 60 días, el útero comienza a colgar sobre el
borde pélvico a medida que el producto crece. Su forma es parecida a un plátano
aplastado en el cuerno donde se encuentra el feto de unos 6cm, con un cuerno más
pequeño y corto del otro lado, el cuello uterino se encuentra muy cerca del borde de la
cavidad pélvica. En 90 días, el becerro y los líquidos siguen aumentando midiendo ya
unos 15cm de largo, ya es posible palpar la cabeza, en esta fase el útero cuelga aun más
hacia la cavidad abdominal y un cuerno es considerablemente mayor en el otro lado. Su
forma es parecida a un guante de boxeo. A los 120 días, el feto ha crecido unos 25cm de
longitud y su cabeza es del tamaño de una lima, los cotiledones son firmes y son ya
palpables de unos 4cm con forma ovalada. Las primeras diferencias a partir de los 150
días y hasta el fin de la gestación se refieren al crecimiento del feto y al cambio de la
proporción de los líquidos y el feto (Sorensen, 1984; Herman, 1996).
Otra indicación de la gestación temprana, es el aumento considerable del flujo
sanguíneo de la arteria media. En condiciones normales se pulsa como una arteria
normal, pero cuando la gestación está avanzada, una ligera compresión revela una
sensación vibrátil, característica, que se conoce con el término de frémitus (Zemjanis,
1987; Peters, 1991).
Los falsos positivos se producen porque el útero es retraído para permitir una palpación
detallada, por involución uterina incompleta, presencia de piómetra o mucometra.
Asimismo, los falsos negativos se pueden producir porque los datos registrados sobre la
cubrición son incorrectos o la vaca ha sido cubierta o inseminada con posterioridad a la
fecha registrada (Noakes, 1999).
82
MATERIAL ALUMNO: Overol, botas, guantes de palpación, guantes de látex,
lubricante, cuerdas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Vacas en etapa reproductiva del centro de producción
bovina.
PROCEDIMIENTO.
1. Inmovilizar a la hembra con ayuda de una manga de manejo o con cuerdas,
colocar un bozal y fijarla en un lugar firme, puede ser un poste o tubo.
2. Colocarse el guante de palpación y de látex si así lo prefiere, se puede usar
cualquier mano. Recuerde voltear el guante para evitar que las uniones laterales
dañen la mucosa rectal.
3. Lubricar el guante de palpación, recuerde poner un poco de lubricante en la
parte dorsal de la mano, en la palma no es de utilidad.
4. Se toma la cola con la mano libre y se levanta, los dedos de la otra mano se unen
estrechamente adoptando una forma puntiaguda, de esta forma la mano se
inserta en el ano y recto con un empujón suave y firme, el movimiento debe ser
continuo hasta que llegue al codo, entonces se debe hacer un medio puño para
seguir penetrando esto evitara una perforación intestinal, como se muestra en la
figura 23.
Figura 23. Introducción de la mano en el recto de la vaca.
5. Si hay demasiado contenido fecal, trate de sacarlo con la mano en forma de
paleta para facilitar el proceso.
6. Identificar las estructuras del aparto reproductor, buscando signos de preñez: en
ovarios se busca la presencia de
cuerpo luteo, en cuernos, se realiza la
83
palpación de para identificar las membranas deslizantes en etapa temprana, mas
avanzada la gestación se palparan las carúnculas o incluso el producto.
7. Inmediatamente después de
realizado el diagnostico, se libera la hembra,
colocándola en su corral.
8. Cuide que en la zona donde se realizó el manejo, no queden los guantes
desechados o alguna basura. Estos desechos se colocaran en bolsas de color
amarillo y se llevaran al incinerador para su eliminación.
9. Como punto final los alumnos por equipo, entregaran un reporte de las
actividades realizadas, elaborando un formato, donde registren los datos del
animal, de la explotación, examen clínico, etc.
84
Diagrama Ecológico Práctica IX. Diagnóstico de gestación, por el método de palpación rectal en
en vacas.
Sujeción de las hembras
Palpación del aparato reproductor de la
hembra utilizando guante de palpación
con o sin guante de látex
Fin de la
práctica
Recolectar y depositar los guantes
en una bolsa amarilla.
Incineración
85
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA IX
DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN, POR EL MÉTODO DE PALPACIÓN
RECTAL EN VACAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
86
Práctica X. Diagnóstico de gestación por ultrasonido en vacas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO
El alumno aprenderá a realizar diagnóstico de gestación en vacas, con ayuda del
ecógrafo.
Conocerá las ventajas de la utilización del ecógrafo en su desempeño profesional.
GENERALIDADES.
La ultrasonografía o ecografía de ultrasonido en tiempo real es una valiosa tecnología
ampliamente utilizada durante los últimos 25 años para estudiar y evaluar las estructuras
anatómicas y el estado funcional del aparato reproductivo de los bovinos y de otras
especies de interés zootécnico. Tiene la propiedad de permitir observar los órganos
genitales en forma rápida, sin ocasionar daño alguno. Entre sus ventajas se encuentra la
posibilidad de realizar una evaluación más exacta y objetiva del útero y ovarios que
mediante la palpación rectal (Perea, 2000).
La ecografía o ultrasonografía es una técnica en la que se emplea ondas de sonido de
alta frecuencia para producir imágenes de los tejidos blandos y órganos internos, las
cuales podemos visualizar a través de la pantalla del ecógrafo. La aplicación del
ultrasonido en las especies bovina y equina corresponde a los años 80, sin embargo su
desarrollo y perfeccionamiento para el estudio de los eventos reproductivos se ha
acelerado en la presente década. La ecografía es una técnica de diagnóstico por imagen
sobre la base de la emisión de ultrasonidos y la recepción de ecos. Estos ecos se
producen por la reflexión de los ultrasonidos a nivel de los distintos tejidos. Cuanto
mayor sea la reflexión, mayor intensidad tendrán los ecos, pero menor cantidad de
ultrasonidos serán capaces de seguir avanzando y mandar información. En el formato de
imagen llamado modo B, estos ecos van e ser presentados como puntos de brillo, que
serán tanto más brillantes cuanto mayor sea la reflexión, y serán en una posición
87
proporcional al tiempo que han tardados en ser recibidos. La imagen ecográfica se
corresponde con el conjunto de puntos de brillo, que representa un corte anatómico de la
región examinada. Los órganos o tejidos serán hiper, hipo o anaecogénicos, según la
cantidad de ultrasonidos que reflejen. Sin embargo, en la imagen aparecen puntos de
brillo que no se corresponden con ecos producidos a nivel de estructuras reales del
paciente, son los denominados artefactos, y es importante conocerlos y aprender a
diferenciarlos de los ecos reales, para poder interpretar correctamente las imágenes
(Sorencen, 1984; Herman, 1996; Tamayo, 2000).
Es un excelente método que puede ser utilizado a partir del día 26 de gestación, en casos
que el objetivo principal es el diagnóstico temprano, pero es más exacto entre los días
30 y 75. La reproducción bovina cuenta con esta prueba diagnóstica directa que provee
información precisa de las estructuras del tracto reproductivo, lo que permite mejorar o
confirmar el diagnóstico y aún monitorear un tratamiento. Mediante el ultrasonido
pueden detectarse problemas reproductivos, ya que puede diferenciar pus y líquidos y
hacer un diagnóstico definitivo (Fricke, 2000). En la práctica es importante determinar
la presencia de un cuerpo lúteo funcional y la evaluación del embrión junto con la
visualización de los latidos cardíacos. La frecuencia del corazón disminuye de 188
latidos/ minuto el día 20 de la preñez a 145 aproximadamente el día 26 y luego se
mantiene prácticamente constante hasta los 2 meses. Es posible observar gestaciones de
menos de 18 días con un transductor de 7. 5 MHz y de 18 a 20 o más con 5. 0 MHz; sin
embargo, no es recomendable realizar diagnóstico de certeza antes de los 27 días. En
estos casos la imagen no es ecogénica y corresponde al líquido amniótico y alantoideo.
Alrededor de los días 25 - 27 se puede distinguir el embrión como un punto blanco
(ecogénico) dentro de una zona negra (anecogénica). El líquido alantoideo se
incrementa rápidamente después del día 28 y se extiende por todo el cuerno gestante.
Por su parte, la membrana amniótica se distingue nítidamente en las imágenes
ecográficas posteriores a los 30 días de preñez (Rodríguez, 2005; Gordón, 2006).
El funcionamiento del ecógrafo se basa en la emisión y recepción de ondas sonoras de
alta frecuencia (no audibles para el oído humano) desde un transductor de ultrasonido o
sonda, que se introduce en el recto a través de cuyas paredes se examinan los órganos
88
reproductivos de la vaca (Figura 24). Los impulsos de ultrasonido son emitidos y
dirigidos hacia el órgano evaluado gracias a los movimientos y variación del ángulo del
transductor dirigidos por el operador. Estos impulsos viajan a través de los tejidos a una
velocidad constante hasta encontrar un órgano en cuya superficie “rebotan” y regresan
en forma de eco al transductor. Como resultado de este mecanismo se forma una imagen
dinámica en la pantalla del monitor del equipo que muestra una delgada y profunda
área, como si fuera una rebanada, de la estructura o tejido que se está evaluando. Esta
imagen se observa en la pantalla de acuerdo a la densidad o dureza del tejido
examinado, en una variedad de tonos que van desde el negro (color como se observan
los líquidos) al blanco (los huesos y tejidos muy densos), incluyendo una amplísima
gradación de tonos grises (cuerpo lúteo, estroma ovárico, etc.). Las frecuencias mas
comúnmente usadas en la evaluación de los órganos reproductivos de grandes animales
como la vaca son 3. 5, 5. 0 y 7. 5 MHz. Las estructuras relativamente pequeñas, como
los folículos ováricos localizados más próximos del transductor se pueden estudiar con
una frecuencia entre 5. 0 y 7. 5 MHz. Por el contrario, grandes estructuras localizadas
cerca del transductor tales como fetos y úteros de mediana y avanzada gestación, se
observan mejor con frecuencias de 3. 5 MHz. (Perea, 2000; Gordón, 2006).
89
Cuello uterino
Recto
Vagina
Transductor de ultrasonido
Ondas de ultrasonido
Ecos de ultrasonido
Cuernos uterinos
Ovario
Figura 24. Emisión y recepción de ondas de ultrasonido desde un transductor hacia los
órganos reproductivos de la vaca (De Lucas, 2007).19
En el diagnóstico y valoración ecográfica del sistema reproductor de la vaca es
imprescindible lograr imágenes de alta calidad, disminuyendo la proporción de
artefactos, por lo que la preparación de la hembra a examinar y de las condiciones de
trabajo y protección contribuyen notablemente a obtener una mayor precisión en la
interpretación de dichas imágenes (Noakes, 1999; Tamayo, 2000).
19
Adaptada de De Lucas, 2007. Memorias de curso de ecografía. FESC.
90
MATERIAL DE LABORATORIO: Ultrasonido, transductor transrectal para bovinos.
MATERIAL ALUMNO: Overol, botas, guantes de palpación, guantes de látex,
lubricante, cuerdas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Vacas en etapa reproductiva del centro de producción
bovina.
DESINFECTANTE: Yodo.
PROCEDIMIENTO.
1. En la práctica de rutina, la ecografía se realiza parecido a la exploración del
sistema reproductor por vía rectal.
2. Generalmente no es necesario vaciar el recto de su contenido de heces.
3.
Previo a la introducción de la sonda se debe efectuar una breve exploración
rectal, con el propósito de conocer la ubicación del útero y de los ovarios, pues
no es recomendable palpar y hacer la ecografía simultáneamente, ya que el
ecografista debe concentrar su atención en la observación y valoración de las
imágenes registradas en la pantalla del ecógrafo.
4. Se precisa un buen contacto del transductor con la mucosa rectal para obtener
imágenes de mejor calidad.
5. La sonda se introduce por vía transrectal sujeta entre los dedos pulgar, índice y
la palma.
6. Se sitúa sobre la localización del útero y ovarios, desplazándola suavemente; con
movimientos controlados del transductor se logra una buena recepción
de
imágenes.
7. Un diagnostico positivo se determina con la presencia de estructuras tales como:
vesícula amniótica, localización de placentomas o el feto.
8. Se retira el transductor del recto de manera cuidadosa.
9. Antes de ser usado en otra hembra se debe limpiar con toallas desechables y
desinfectar con agua y yodo al 5%.
91
Diagrama Ecológico Práctica X. Diagnostico de gestación, por ultrasonido en vacas.
Sujeción de las hembras
Palpación del aparato reproductor de la hembra
utilizando guante de palpación con o sin guante de
látex, con ayuda de un transductor transrectal.
Fin de la
Práctica
Recolectar y depositar los guantes y
cualquier otro desecho en una bolsa
amarilla
Incineración
92
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA X
DIAGNÓSTICO DE GESTACIÓN POR ULTRASONIDO EN VACAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
93
PRACTICA XI. Identificación de los diferentes tipos de placentas en las especies
domésticas.
Duración: 4 horas.
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la capacidad y habilidad para identificar las características
anatómicas, histológicas y obstétricas de los tipos de placentas en las diferentes especies
domésticas.
GENERALIDADES.
La clasificación de los mamíferos se basa en la naturaleza de las relaciones materno fetales: los mamíferos prototerianos o monotremas, incluyen al ornitorrinco y equidna,
quienes son ovíparos; los mamíferos metaterianos o marsupiales incluyen animales
como el canguro y la zarigüeya, estos animales forman un saco placentario vitelino
transitorio, sin embargo, no hay contacto íntimo entre las membranas fetales y la
mucosa uterina ya que no se trata de una placenta verdadera; el resto de los mamíferos
incluye a la subclase euteriana, éstos son los verdaderos mamíferos placentados. Las
membranas fetales (corion, amnios, saco vitelino y alantoides) y el endometrio,
contribuyen a la formación de la placenta, esto se lleva a cabo de modo particular o en
combinaciones específicas (Banks, 1988).
El aparato reproductor de las hembras mamíferas está constituido de tal modo que se
facilite la fertilización. El aparato permite el desarrollo del huevo fertilizado dentro del
útero; ahí, se desarrollan relaciones complejas entre los tejidos fetales y maternales. La
placenta es una edificación que tiene por misión realizar un estrecho contacto, de
naturaleza vascular, entre una parte específica de las membranas fetales y la superficie
endometrial en razón de permitir cambios nutritivos entre la madre y el feto. Además de
su función metabólica, la placenta constituye en cierta medida, y en función de su
estructura, un órgano de protección más o menos eficaz, según las especies, y está
provisto de una función secretora de naturaleza endocrina. En los animales domésticos
94
se emplea indistintamente los términos placenta y membranas fetales aunque en forma
estricta éstas forman parte de la placenta fetal (Banks, 1988; Fradson, 1992; Osnaya,
2008).
La placenta de acuerdo con la posición que el embrión ocupa con respecto a las paredes
del útero, puede ser: 1) central, en ésta el feto ocupará durante toda la gestación la
cavidad natural de la luz uterina, el sitio o sitios de adhesión pueden ser difusos,
cotiledonarios o zonarios; 2) excéntrica, en ésta el feto erosiona e invade la mucosa
uterina en un sitio especial, pero mantiene contacto con la luz uterina y sus fluidos a
través del saco vitelino; 3) intersticial, se caracteriza por la invasión completa del
blastocisto en la mucosa uterina perdiendo contacto con el lumen, la expansión de las
membranas fetales provoca que el lumen se oblitere durante la gestación (Ferrugem,
2006).
La clasificación anatómica de las placentas se basa en la forma del área o la distribución
de las vellosidades coriónicas en la superficie endometrial o las membranas fetales, se
conocen cuatro placentas principales: 1) difusa, en donde la mayor parte de la superficie
coriónica se cubre con pequeñas vellosidades o pliegues
que corresponden a
depresiones o surcos del endometrio como es en el caso de yeguas y cerdas; 2)
cotiledonaria o múltiple, ésta tiene vellosidades coriónicas restringidas a cierto número
de áreas ovales o circulares bien definidas, llamadas cotiledones, que se sobreponen en
áreas uterinas especializadas similares, conocidas como carúnculas. Los placentomas
son unidades placentarias formadas por la unión de cotiledones fetales y carúnculas
uterinas, características que se presentan las vacas, ovejas y cabras; 3) zonal, tiene
vellosidades agregadas a una banda, que rodea por completo (en perras y gatas) o de
manera incompleta (en hurón) la mitad del saco coriónico; 4) discoidal, se presenta en
roedores y primates, la placenta forma un disco oval en el corióalantoides por medio del
que se une con el endometrio, la conexión tiene lugar en una zona o zonas de forma oval
(De Alba, 1985; Banks, 1988; Ruckebusch, 2000; Ferrugem, 2006).
95
Figura 25. Clasificación anatómica de las diferentes placentas.
Placenta Difusa.
Placenta Zonal
Placenta Cotiledonaria.
Placenta Discoide.
Groosser en 1927, considerando las condiciones histológicas, por las que se realiza el
contacto entre la placenta fetal y la placenta materna por las vellosidades implantadas
sobre el alantocórion, diferenció los siguientes tipos:
1) La placenta epiteliocorial es muy rudimentaria y el intercambio de sustancias se
realiza con dificultad, los anticuerpos de la madre no puede pasar al feto, el cual
adquirirá la inmunidad pasiva después del nacimiento al tomar el calostro de la madre.
En este tipo de placenta únicamente existe una aposición entre las estructuras maternas
intactas y las estructuras fetales. El corion se adhiere contra el epitelio de la mucosa
uterina. Entre la sangre materna y la fetal existen seis estratos tisulares, de los que tres
pertenecen a la madre: endotelio vascular, tejido conjuntivo, epitelio del útero materno;
los otros tres pertenecen a la placenta fetal: epitelio del corion (trofoblasto), tejido
96
conjuntivo, endotelio de los vasos fetales. Esta placenta es característica de la cerda y la
yegua (Hunter, 1987; Banks, 1988; Vatti, 1992; Buxadé, 1995; Climent, 2005).
2) La placenta sincitiocorial (antes llamada sindesmocorial) se caracteriza porque el
trofoblasto provoca localmente la erosión del epitelio uterino, poniéndose en contacto
con el tejido conjuntivo de la mucosa uterina. Los intercambios se realizan aquí entre
las mismas capas, a excepción del epitelio uterino. Este tipo de placenta se observa en la
oveja, la cabra y la cierva, así como en algunas partes de la vaca (De Alba, 1985;
Geoffrey, 1990; Bowen, 2000; Igwbuike, 2006; Osnaya, 2008).
Durante el periodo de formación de las membranas la placenta crece rápidamente y
desarrolla muchos cotiledones. La placenta de ovejas o vacas puede formar hasta 150
cotiledones y son únicos para los animales en los que la unión de la placenta se limita a
las carúnculas. La placenta bovina esta constituida por muchas y pequeñas unidades
funcionales llamadas placentomas, cada una constituida por un cotiledón fetal y una
carúncula materna (Hill, 2001).
3) La placenta endoteliocorial, se presenta en los carnívoros, la erosión local provocada
por el epitelio del corion (trofoblasto) afecta al epitelio y al tejido conjuntivo uterino, de
manera que el contacto se establece entre el trofoblasto y el endotelio vascular materno.
Aquí el intercambio se realiza con mayor facilidad registrándose ya el paso de algunos
anticuerpos a través de la barrera placentaria, que en este caso consta de 4 capas
(Hunter, 1987; Banks, 1988; Vatti, 1992; Buxadé, 1995; Climent, 2005).
4) La placenta hemocorial, es característica de los primates y roedores e incluso en este
tipo de placenta se incluye al conejo. La erosión llega a destruir incluso el endotelio
vascular, poniéndose el corion en contacto directo con la sangre materna, extravasada
de los capilares para formar amplias lagunas sanguíneas, limitadas por el propio
trofoblasto, en las que se bañan las vellosidades coriales (Hunter,1987; Banks,1988;
Vatti, 1992; Buxadé, 1995; Climent, 2005).
97
Se tiene la clasificación de un tipo más de placentación, la placenta hemoendotelial,
Grosser menciona que en alguna zona circunscrita de la placenta de los roedores, hay
una unión aún más intima, por desaparición del epitelio y el mesenquima del corion,
entrando casi en contacto el endotelio vascular embrionario con la sangre materna, hay
que considerar que siempre existe una capa de células trofoblásticas entre el endotelio
del feto y la sangre materna (Climent, 2005).
De acuerdo a las modificaciones del endometrio, las placentas se clasifican en: semiplacenta o adeciduas, cuando el endometrio se mantiene casi intacto en la unión feto
útero materno y en el parto no genera perdidas tisulares importantes ni grandes
hemorragias, (yegua, cerda, vaca, oveja y cabra) y placenta completa o decidua, cuando
existe una amplia penetración de las vellosidades del corion con la consecuente
destrucción del endometrio ( carnivoros, primates y roedores) (Osnaya, 2008).
98
A. Placenta Epitelio-corial.
C. Placenta Endotelio-corial.
B. Placenta Sincitio-corial.
D. Placenta Hemo-corial.
Figura 26. Clasificación histológica de los diferentes tipos de placenta.
1. Endotelio de los vasos fetales.
2. Tejido conjuntivo del corion. 3. Epitelio del
corion 4. Epitelio del útero. 5. Tejido conjuntivo del útero. 6. Endotelio de los vasos
del útero. 7. Sangre materna. 8. Células trofoblasticas.
99
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Charolas.
MATERIAL ALUMNO: Bata, estuche de disección, guantes de cirujano, hilo de
algodón, etiquetas, bisturí, pinzas, tijeras, aguja curva para sutura.
MATERIAL BIOLÓGICO: Aparato reproductor de diferentes especies de hembras
domésticas con gestación temprana.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
PROCEDIMIENTO.
1. Solicitar el material de laboratorio llenando el vale de préstamo.
2. Depositar el material biológico en las charolas.
3. Para proceder a la disección del material biológico, se requiere la utilización de
guantes de cirujano y el instrumental adecuado. Identificar el mayor número de
estructuras del aparato reproductor con gestación temprana.
4. Con ayuda de hilo y etiquetas anotar el nombre de la estructura que se está
señalando.
5. Cada equipo explicará, las estructuras que identifique en el material biológico, al
profesor y a todo el grupo.
6. El material biológico así como los guantes de látex resultante de esta práctica se,
depositarán en bolsas de plástico color amarillo, para su destino final, la
cremación. Es importante destacar que éste será llevado por los alumnos que se
designen en el momento de la práctica por el profesor.
7. El material utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón, inmediatamente
después se enjuagará con agua destilada y se colocará en la estufa, que se
localiza en el laboratorio.
8. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en
el laboratorio.
100
9. La limpieza y desinfección del área de trabajo es de suma importancia para
mantener limpio el laboratorio. Las mesas se desinfectarán y secarán con toallas
de papel.
10. Como último punto se realizará la evaluación de la práctica mediante el llenado
del siguiente cuadro.
101
EVALUACIÓN PRÁCTICA XI
Completa el cuadro que a continuación se presenta, señalando con
una “x” los tejidos.
Clasificación
Tipo
Especies
Número
de capas
Epitelio
del útero
ÚTERO
Tejido
conjuntivo
FETO
Endotelio
Corion
Tejido
conjuntivo
Endotelio
Epitelio- Corial
Sincitio – Corial
Endotelio- Corial
Hemo- Corial
102
Diagrama Ecológico Práctica XI. Identificación de los diferentes tipos de placentas
en las especies domésticas
Depositar
el
material
biológico en charolas
Disección del material
Biológico
Descripción de los diferentes tipos
de placentas
Fin de la
Práctica
Limpiar y desinfectar las
charolas y mesas de trabajo
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes
Depositar en bolsas amarillas
material biológico
el
Incinerar
103
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XI
IDENTIFICACIÓN DE LOS DIFERENTES TIPOS DE PLACENTAS EN LAS
ESPECIES DOMÉSTICAS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
104
Práctica XII. Estudio de pelvimetría estática fetal, maniobras obstétricas.
OBJETIVO.
Capacitar a los alumnos en la atención y resolución de partos distócicos en las hembras
domésticas, con el fin de continuar con
la vida productiva de una hembra y la
viabilidad de su o sus productos.
GENERALIDADES.
La Obstetricia es la rama de la medicina que trata del embarazo, el parto y el puerperio,
que tiene como objetivo el nacimiento de un producto vivo con prevención de daño a
la madre. La Obstetricia animal nació de la necesidad del hombre de servirse de los
animales como productores de alimentos (carne y leche) y como animales de trabajo.
Las pérdidas que los trastornos del parto provocaban llevaron a los pueblos pastores a
intervenir para disminuir estas pérdidas y aliviar el sufrimiento de los animales. Por
ejemplo, ya en Antiguo Egipto, 300 años a C, se encuentran referencias de
intervenciones obstétricas mediante tracción. Ningún otro proceso vital tiene tantas
posibilidades de crisis como el nacimiento, pues significa para la madre y el feto un
gran esfuerzo (Ebert, 1990).
La fertilidad se refiere a que la hembra debe tener una gestación, un parto y puerperio
normal y dar una cría viva, además debe ser capaz de protegerla y alimentarla hasta que
ésta pueda valerse por sí misma. Esta definición recalca la importancia que tiene la
gestación, el parto y el puerperio, lo que indica lo indispensable que es cuidar de estas
etapas si se desea mantener la fertilidad en el rebaño (Weisbach, 1993)
El parto o la parición, se define como el nacimiento de un producto seguido de la
expulsión de la placenta. En la posición normal de nacimiento, el feto descansa en su
abdomen con las patas anteriores dirigidas hacia la abertura uterina (el cérvix) y su
cabeza descansando entre sus patas delanteras (figura 27). Solo el 5% de los partos
presentan una posición anormal, es decir solo un parto de 20 ( Peters, 1991). El parto
abarca los diferentes procesos fisiológicos por los cuales el útero expulsa el o los
105
productos. Para que el parto pueda ocurrir, es necesario que ocurran cambios, tanto en la
madre como en el feto (Cavestany, 2006).
Figura 27. Presentación del producto antes del parto.20
La atención del parto comienza con conocer
la historia clínica de la paciente, como
datos importantes podemos señalar la edad y número de partos de la hembra, historia
del parto previo , estado de salud en la última etapa de gestación, datos del servicio y
fecha esperada del parto, antecedentes del macho utilizado (Barberán,1981).
Las fases del parto se dividen en tres (Peters, 1991; Cunningham, 2003; Cavestany,
2006):
1. PREPARACIÓN. Es el tiempo necesario para la presentación del feto en el
canal de parto, así como la dilatación del cérvix. La presentación del feto se debe
a las contracciones uterinas de ligera intensidad, por otro lado, la dilatación es
causa de la presión que ejerce el feto y sus membranas una vez colocados en el
canal.
20
Adaptado de Peters, 1995.
106
2. EXPULSIÓN DEL FETO. Las contracciones uterinas continúan; así como las
contracciones abdominales, el feto pasa por el canal de parto y por ultimo se da
la expulsión. En esta etapa, el producto puede encontrarse aún en la segunda
"bolsa de agua" (fluido amniótico). Luego de que la cabeza ha pasado a lo largo
del canal del parto, el resto del cuerpo demanda generalmente poco esfuerzo
extra para ser expulsado.
3. EXPULSIÓN DE PLACENTA. En esta etapa las contracciones continúan para
que la placenta sea expulsada del útero.
Se debe de reconocer por medio de la palpación, la forma en que se presenta el feto en
el canal obstétrico o la estática fetal; esta estática se identifica como: presentación
posición, actitud o postura que son los términos descriptivos del producto (Grunert,
1976; Stephen, 1979; Cavestany, 2006)
1. PRESENTACIÓN. Esta es la dirección del feto con respecto a la pelvis de la
madre, con tres variantes, la anterior que presenta, manos y cabeza, la posterior
que presenta patas y cadera y la transversal que puede presentar vientre, lomo o
un costado.
2. POSICIÓN. Es la orientación longitudinal del feto respecto del sacro de la
madre, con tres variantes, ventral el producto está boca arriba, dorsal aquí está
boca abajo y lateral donde el feto está de lado.
3. POSTURA. Es la posición de las patas cabeza y cuello, se determina como
extendidos o flexionados.
La disposición normal comprende, presentación anterior con posición dorsal y postura
de miembros extendidos.
107
Figura 28. Disposición normal del feto al momento del parto.21
Distocia significa etimológicamente “parto difícil”; y en el lenguaje obstétrico se usa
para designar que no puede realizarse con las fuerzas de la madre solamente, por este
motivo es sinónimo de parto artificial o en otras palabras el parto que tiene lugar con
intervención manual o instrumental del obstétrico (Vatti, 1981; Sloss, 1987;Noakes,
1997; Estrada, 2006).
Las consecuencias de una distocia pueden llevar a la muerte fetal, reducción de la
fertilidad, esterilidad, incluso muerte de la hembra.
Las causas de distocia pueden ser maternas o fetales (Stephen, 1979; Estrada, 2006).
MATERNAS.
1.
Defectos del miometrio, hipocalcemia, torsión o ruptura uterina
2. Torsión o ruptura uterina
3. Inercia uterina primaria o secundaria
4. Canal pélvico inadecuado
5. Dilatación insuficiente del cuello
6. Estreches vulvar o vaginal
21
Adaptado de Peters, 1995.
108
FETALES.
1. Inmadurez fetal, presenta baja concentración de corticosteroides.
2. Fetos de gran tamaño
3. Presentación anormal
4. Muerte fetal
5. Deformaciones del producto conocidos también como monstruos
Presentaciones anormales del producto causantes de distocia.22
22
Figura 29. Presentación anterior con
posición dorsal y postura de miembro
anterior flexionado
Figura 30. Presentación anterior con
posición dorsal y postura de
miembros anteriores flexionados
Figura 31. Presentación transversal con
posición lateral y postura de miembros
extendidos.
Figura 32. Presentación anterior con
posición ventral y postura de
miembro derecho flexionado.
Imágenes adaptadas de Estrada, S. 2006.
109
Figura 33. Presentación anterior con
posición dorsal y postura de flexión
de cabeza
Figura 35. Presentación posterior con
posición dorsal y postura de miembros
flexionados (Perro sentado)
Figura 34. Presentación anterior
con posición dorsal y postura de
flexión dorsal de cabeza y cuello
(hacia arriba)
Figura 36. Presentación transversodorsal.
MANIOBRAS OBSTÉTRICAS
TRACCIÓN.
Es la acción de jalar el feto en forma rítmica, hasta lograr su expulsión, esta tracción se
puede lograr con cadenas obstétricas, con lazos obstétricos, de forma manual o
utilizando extractores mecánicos (Sloss, 1987; Noakes, 1997).
MUTACIÓN.
Es la manipulación necesaria para colocar en presentación, posición y actitud normales
al feto. Los movimientos incluidos en esta división son (Vatti, 1981):
a) Retropulsión: Hay que empujar al feto en la cavidad uterina en dirección al
diafragma, a fin de que se tenga espacio para maniobras de rectificación.
110
b) Rotación: Consiste hacer girar al feto sobre su eje longitudinal hasta la
posición dorso-sacra o lumbo-sacra y luego efectuar la extracción.
c) Versión: Es la rotación del feto de la presentación transversal sobre su eje
hasta la presentación anterior o posterior.
d) Reposición de las extremidades: Esta maniobra es necesaria siempre que los
miembros del feto obstaculicen el parto.
CESAREA (Barberán, 1981; Vatti, 1981).
Esta operación consiste en seccionar el útero mediante una incisión de la pared
abdominal para extraer los fetos, esta intervención quirúrgica, es utilizada como último
recurso cuando se presenta una distocia para tratar de salvar a la madre y a la cría.
FETOTOMÍA: Es la reducción del tamaño del feto seccionándolo, con el objeto de
permitir la extracción, esto en el caso de un producto no viable o muerto, que no puede
ser expulsado por la madre y que pone en peligro la vida de ésta (Sloss, 1987; Noakes,
1997).
PUERPERIO
Es el espacio de tiempo entre la expulsión de la placenta y la involución del aparato
reproductor a su estado anatómico y funcional previo a la gestación. Estos cambios son
el cierre del cérvix, aumenta el tono uterino, se reduce de tamaño y peso, se da la
involución del cuerpo luteo, reiniciándose la actividad ovárica. Uno de los principales
problemas del puerperio es la retención placentaria y las infecciones uterinas que siguen
casi siempre a un parto distócico y son una de las principales causas del aumento del
parámetro reproductivo de días abiertos (Olivera, 2006).
MATERIAL: Videos de obstetricia.
PROCEDIMIENTO.
1. Los alumnos acudirán a la sala de audio-visual a observar videos relacionados
con la práctica.
2. Al término de la práctica se comentará la información de cada uno de los videos
111
EVALUACIÓN PRÁCTICA XII.
1. Escribe la técnica de fetotomía que se presenta en el video.
2. Escribe una de las técnicas de cesárea que se presentan en el video de
obstetricia.
3. Realiza un cuadro sinóptico con todas las causas maternas y fetales de distocia.
112
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XII
MANEJO OBSTÉTRICO.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
113
Práctica XIII. Técnica de recolección de semen en bovinos, ovinos, caninos y
verracos.
Duración 4 horas
OBJETIVO.
Que el alumno adquiera la habilidad de recolectar semen de las diferentes especies
domésticas.
Recolección de semen de bovino.
GENERALIDADES.
En la producción de bovinos de leche y carne, el método de recolección en la vagina
artificial es de los más difundidos en la actualidad. El método consiste en permitir que
un toro monte a una vaca o un maniquí y que eyacule en la vagina artificial dirigiendo
el pene hacia dentro de ella. La vagina artificial consiste en un tubo cilíndrico rígido,
con un revestimiento de goma de una delgada pared, que forma una cámara que se llena
de agua a 42º C. Un extremo del cilindro va sujeto a un embudo de goma que sostiene
el receptáculo recolector (Salisbury, 1978). Para aumentar el volumen del eyaculado y
el número de espermatozoides eyaculados, los toros suelen ser estimulados antes de la
recogida (Sorensen, 1984; Noakes, 1999).
Antes de colectar el semen se deben tener en cuenta dos aspectos muy importantes, la
higiene y el estimulo del semental. Con anterioridad de la monta deberá bañarse al
semental o por lo menos lavar con agua y secar perfectamente el vientre y la zona del
prepucio; el mechón de pelos del orificio prepucial debe estar limpio y los pelos se
cortarán a una longitud de aproximadamente 2cm. Para estimular al toro se le permite
montar sobre el maniquí desviando el pene, tomando con la palma de la mano la piel
del prepucio sin ofrecerle la vagina artificial. La monta falsa aumenta la calidad del
semen con relación al volumen, la concentración espermática y la motilidad. En el toro
y otros rumiantes, la temperatura de la vagina es el estimulo más importante para la
eyaculación (Bayard, 2006).
114
La mayor parte del semen es recogido mediante la inducción a que el semental eyacule
en el interior de la vagina artificial, que se construye de tal forma que simula la
sensación de la vagina de la vaca (Peters, 1991).
Figura 37. Vagina artificial para la recogida del semen de toro.
En los ovinos y caprinos, la vagina artificial es una imitación de la vagina de la oveja y
de la cabra. El estimulo térmico (temperatura) es necesario para producir la eyaculación.
La hembra maniquí se debe sujetar a lo que se llama potro. La hembra no debe tener el
pelo o la lana muy largo, ni suciedad en la parte trasera. El operario se coloca en el lado
derecho del maniquí, agachado o en cuclillas y coloca la vagina artificial en el flanco
de ese mismo lado sujetándolo con la mano derecha, de tal forma de que el extremo
abierto quede mirando hacia el macho y abajo, con un ángulo de 45° aproximadamente.
La espita de la vagina artificial debe dirigirse hacia abajo para evitar su contacto con el
macho. El tubo recolector debe mantenerse firme y caliente sujetándolo parcialmente
con la mano. Cuando el semental entre en el recinto puede que muestre un
comportamiento cortés hacia la hembra, pero el operario siempre debe estar prevenido
a que el semental de inmediato pueda montar al maniquí. Cuando esto ocurra, el pene
erecto se dirige al extremo libre de la vagina artificial. Los movimientos vigorosos hacia
arriba y hacia delante significan que el macho ha eyaculado. Se debe permitir que el
macho retire el pene de la vagina antes de retirar ésta. Inmediatamente después de la
115
recogida la vagina artificial se cambia de posición, quedando el tubo en la parte inferior
a la vez que se sujeta con la mano (Sorensen, 1984; Evans, 1990).
Figura 38. Vagina artificial para ovinos.
La recolección de semen por estimulo eléctrico, se realiza con ayuda de un estimulador
accionado con baterías que proporciona una salida de 10 o 15 voltios. Cuando el recto
del macho está seco, se recomienda utilizar los 15 voltios. El macho se coloca de cubito
lateral, sobre el suelo, el prepucio se debe limpiar perfectamente, la sonda se lubrica con
vaselina y se introduce en el recto a una profundidad de 15 a 20cm. Cuidando no
lesionar la mucosa.
En los caninos, la extracción debe realizarse en un ambiente tranquilo colocando al
perro sobre una superficie donde no pueda resbalar (Laurence, 2000). El semen, se
recolecta aplicando un masaje manual sobre la porción caudal del bulbo del glande. Para
recolectar el semen se introduce la mano enguantada desde la parte posterior entre las
patas del perro, mientras que la parte caudal del bulbo del glande se estimula aplicando
un masaje manual a través del prepucio. Cuando se logra la erección parcial, la vaina
prepucial se desliza hacia atrás liberando el bulbo del glande y el pene se da vuelta, tal
como ocurre durante el apareamiento natural (Allen, 1992; Farstad, 2000; LindeForsberg, 2006).
116
En los verracos cuando están habituados a saltar, la extracción del semen se puede
realizar en un potro fijo en un sitio específico o una sala de recolección. El ritmo de
colección comienza una vez a la semana y posteriormente se realiza con un intervalo de
4 y 7 días. Todo el material que se que entre en contacto con el semen debe estar
limpio y esterilizado y a una temperatura de 37º C. El eyaculado se recogerá
directamente en un vaso de precipitado o en recipientes desechables (vaso o bolsa de
plástico) situados dentro de un termo para mantener la temperatura cercana a los 37º C.
A la vez, sobre el termo se coloca una gasa, que actúa como filtro para que durante la
recolección se impida la mezcla de la fracción espermática del eyaculado con el gel y
la tapioca. Cuando el verraco está sobre el potro y extrovierte el pene, se fija con la
mano
el tirabuzón,
manteniéndose así
procurando que el eyaculado caiga sobre el recipiente,
durante toda la eyaculación (Martín,
2000). Otra forma de
recolectar semen de verraco es también la utilización de un maniquí que lleva montada
una vagina artificial con el recipiente colector de semen (König, 1979).
Figura 39. Recolección de semen de verraco23
23
Adaptado de: Köing, I. 1979.
117
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Vaginas artificiales para bovinos, ovinos y caprinos,
tubos colectores graduado, termo, termómetro de altas, potro para verracos, potro para
ovinos.
MATERIAL ALUMNO: Botas, overol, gasas, ligas.
MATERIAL BIOLÓGICO: Sementales de bovino, ovino, caprino, canino y cerdo.
PROCEDIMIENTO.
Bovino.
1. Colocar al maniquí en el área asignada, sujetándola.
2. Lavar con agua y secar perfectamente el vientre y la zona del prepucio.
3. Se cortará el mechón de pelos del orificio prepucial a una longitud de
aproximadamente 2cm.
4. Estimular al toro, permitiéndole que monte al maniquí, desviando el pene
tomando con la palma de la mano la piel del prepucio sin ofrecerle la vagina
artificial.
5. Previamente preparar la vagina artificial, con agua caliente aproximadamente a
43 a 46°C, colocar en un extremo el tubo colector y protegerlo con la funda.
6. Después de la monta falsa, el manejador recolectará con ayuda de la vagina
artificial el eyaculado, desviando el pene a la entrada de la vagina.
Ovino y Caprino.
1. Se prepara el potro y el maniquí (una hembra).
2. Se prepara la vagina artificial, vertiendo agua a 43 a 46ºC y se coloca el tubo
colector graduado con ayuda de un cono de plástico, se fija bien.
3. Se suelta al semental para que monte, ya preparado del lado derecho se
encuentra la persona que manejara la vagina, que tendrá que tener la habilidad
de que al momento que el macho monte, desvíe el pene al interior de la vagina,
118
se debe tener en cuenta que esto es muy rápido y un descuido puede hacer perder
el eyaculado.
4. El macho es separado y conducido a su corral.
5. La hembra si no se utiliza más, se suelta con cuidado y se conduce a su corral.
Canino.
1. La extracción debe realizarse en un ambiente tranquilo colocando al perro sobre
una superficie donde no pueda resbalar.
2. Se aplica un masaje manual sobre la porción caudal del bulbo del glande.
3. Para recolectar el semen se introduce la mano enguantada desde la parte
posterior entre las patas del perro, mientras que la parte caudal del bulbo del
glande se estimula aplicando un masaje manual a través del prepucio.
4. Cuando se logra una erección parcial, la vaina prepucial se desliza hacia atrás
liberando el bulbo del glande y el pene se da vuelta, tal como ocurre durante el
apareamiento natural.
5. Posterior a esto, se llevara a cabo la eyaculación, que se recolecta un vaso de
precipitado o en un tubo colector.
Verraco.
1. La extracción del semen debe realizar en un potro fijo en la sala de recolección.
2. Todo el material que vaya a estar en contacto con el semen, debe estar limpio
y esterilizado además de a una temperatura de 37º C.
3.
El eyaculado se recogerá directamente en un vaso de precipitado
u otros
recipientes desechables (vaso o bolsa de plástico) situados dentro de un termo
para mantener la temperatura cercana a los 37º C.
4. A la vez, sobre el termo se coloca una gasa, que actúa como filtro para que
durante la recolección
se impida la mezcla de la fracción espermática del
eyaculado con el gel y la tapioca.
5.
Cuando el verraco esta sobre el potro y extrovierte el pene, se fija con la mano
el tirabuzón,
procurando que el eyaculado caiga sobre el recipiente.
Manteniéndose así durante toda la eyaculación.
119
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA XIII.
Llena el siguiente cuadro con la información que se te pide.
Especie
Método utilizado para
recolectar semen
Volumen de
eyaculado
Concentración
espermática.
Requisitos para que se lleve a cabo la eyaculación.
Bovino
Ovino
Caprino
Verraco
Canino
Felino
120
Diagrama Ecológico Práctica XIII. Técnica de recolección de semen en bovinos, ovinos,
caninos y verracos.
Corrales
Laboratorio
Sujetar al semental
(Canino)
Sujetar a l semental
(Bovino, ovino, verraco)
Recolectar la muestra de
semen.
Fin de la
práctica
Recoger cualquier desecho
generado: guantes, toallas de
papel, etc.
La muestra de semen
se desechara en la tarja
adicionándole
agua
con hipoclorito al 1%.
Limpieza y desinfección de
las mesas de trabajo
Depósito de basura
121
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XIII
TÉCNICA DE RECOLECCIÓN DE SEMEN EN BOVINOS, OVINOS,
CANINOS Y VERRACOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
122
PRÁCTICA XIV. Técnica de evaluación de semen.
Duración 4 horas
OBJETIVO.
El alumno conocerá las técnicas empleadas en el laboratorio, para determinar si el
semen recolectado en diferentes especies domésticas es de óptima calidad para ser
utilizado posteriormente en Inseminación Artificial.
GENERALIDADES.
El macho juega un papel relativamente importante en la reproducción, ya que
dependiendo del método utilizado para dar los servicios, la relación macho-hembra
puede variar de 1 a 30 hasta 1 a 1000 y cuando se utiliza inseminación artificial (IA). El
éxito o fracaso de la participación del macho, en la eficiencia reproductiva, dependerá
de su estado de salud, de su libido, de su capacidad de detectar, montar y servir a las
hembras en celo, así como de la cantidad y la calidad de los espermatozoides
producidos. La producción de espermatozoides depende del volumen testicular y,
fundamentalmente de la edad de los machos, la estación del año y la alimentación que
reciben (Pérez, 2006).
Después de recogido el semen y antes de usarlo se debe determinar, cuidadosamente la
cantidad y la calidad del eyaculado. Para manejar el semen se precisa hacerlo con sumo
cuidado par que no se afecte la viabilidad de los espermatozoides (Salomón, 1990).
La técnica ideal para la evaluación de la calidad del semen debe ser objetiva, repetible
fidedigno y económico. La valoración macroscópica y microscópica del eyaculado
permite determinar la calidad, viabilidad y fertilidad de los espermatozoides. No se
dispone de una técnica única para determinar con exactitud la fertilidad, pero al
combinar varios estudios, se pueden seleccionar los eyaculados que tengan un potencial
de fecundación mas elevado (Aisen, 2004).
123
Características del eyaculado.
La evaluación del eyaculado comprende
de un examen macroscópico que esta
integrado por el volumen, color, olor y consistencia; y del examen microscópico que
evalúa la motilidad masal, motilidad progresiva, vivos y muertos, morfología y
concentración espermática.
El volumen del eyaculado se mide directamente en el tubo de recogida ya que este es
calibrado y nos permite hacerlo inmediatamente después de la recolección. Este va
desde 0.3 a 1.5ml con un promedio de 1 ml, esto depende de la raza edad, estado
general del macho y destreza del operario (Salomón, 1990; Aisen, 2004).
El color del semen de carnero es lechoso o crema pálido. Un color rosa indica la
presencia de sangre, probablemente a causa de lesión en pene, un color gris o pardo
sugiere contaminación o infección en el aparato reproductivo, un color amarillo y
diluido es por la presencia de orina (Aspron, 1985).
La consistencia del semen depende de la relación del contenido de sus dos
constituyentes, espermatozoides y plasma seminal. Las muestras de alta consistencia
contiene más cantidad de células que las que son acuosas (Salomón, 1990).
La motilidad del semen se valora mediante una onda característica de movimiento,
cuando se mira al microscopio ésta se denomina motilidad masal. Para evaluar la
motilidad progresiva, se observa el porcentaje de espermatozoides que avanzan en
forma rectilínea en el campo del microscópico. Los espermatozoides que giran sobre si
mismos, pueden estar indicando que sufrieron choque térmico o que el medio no es
isotónico con el semen (Aspron, 1985).
Para el examen morfológico de los espermatozoides y la cantidad de vivos y muertos se
utiliza la tinción de Eosina-Nigrosina. La determinación
del porcentaje de
espermatozoides vivos, de acuerdo a la integridad de la membrana acrosómica de la
cabeza puede realizarse por medio de esta tinción que sólo tiñe a los espermatozoides
muertos (Pérez, 2006).
124
La morfología espermática no presenta valores elevados de espermatozoides anormales,
salvo en condiciones patológicas. Se consideran valores normales por debajo de 20% de
anormalidades totales. La conservación del semen a temperaturas reducidas provoca
importantes daños especialmente en los acrosomas (Pérez, 2006).
La concentración espermática es el número de espermatozoides por unidad de volumen,
normalmente expresado en ml. El semen de carnero de buena calidad contiene 3.5-6
mil millones (3.5-6 X109 de espermatozoides / ml).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Baño Maria, Termómetro de altas, platina térmica, 2
rejillas, 3 pipetas de 10 ml, 3 pipetas de 1ml, 5 tubos de ensayo, porta objetos, cubre
objetos, pipetas Pasteur, chupones propipeta. Microscopio de contraste de fases,
parafilm, Microscopio óptico, contador.
MATERIAL ALUMNO: bata, guantes de exploración, toallas de papel.
MATERIAL BIOLÓGICO: Muestras de semen de carnero.
REACTIVOS: Solución salina fisiológica, solución de Hancock, Tinción de EosinaNigrosina.
PROCEDIMIENTO.
1. Se prepara previamente el baño maría a una temperatura de 32 a 34º, esto se
puede regular con ayuda de un termómetro de altas, se coloca una gradilla en el
interior para colocar los tubos de ensayo con 9.9 ml de solución salina
fisiológica (para medir utilizar las pipetas de 10 ml), la tinción de eosinanigrosina y las muestras de semen (Tubos colectores).
2. En la platina térmica se colocaran porta objetos, cubre objetos, pipetas Pasteur,
pipetas de 1 ml para que se mantengan a una temperatura promedio de entre 32 a
34ºC.
3. Recolectar el semen de machos adultos, como se describe en la práctica de
recolección de semen.
4.
Medir el volumen del eyaculado directamente en el tubo colector.
125
5. Determinar el color y consistencia del eyaculado.
6. Para evaluar la motilidad masal se deposita una gota de semen fresco, en un
porta objetos y se observa en microscopio de contraste de fases con platina
térmica en el objetivo de 10x. Se observan movimientos en forma de torbellino
o en ondas, esta se califica de la siguiente manera:
Cuadro 3. Calificación de motilidad masal.
VALOR CLASE
DESCRIPCIÓN
3
Muy buena
Ondas densas de movimiento, muy rápidas
2
Buena
Ondas y remolinos vigorosos pero no tan rápidas
1
Regular
Ondas de movimiento lento
0
Muertos
Sin movimiento
7. Para la motilidad progresiva se realiza una dilución 1:100 es decir, en un tubo de
ensayo con 9.9 ml de solución salina a 32º C se vierte 0.1 ml de semen fresco y
se homogeniza. Se coloca una gota de esta dilución en un porta objetos y se le
coloca un cubre objetos se observa al microscopio con el objetivo de 10 x. Se
expresa en porcentaje, 0 a 100%. Se debe estimar visualmente que porcentaje de
células se mueven hacia delante.
8. Para evaluar vivos y muertos, sobre la platina térmica se coloca un portaobjetos
en este se pone una gota de la dilución 1:100 y al lado una gota de EosinaNigrosina, se mezclan con ayuda de otro porta objetos, se corre para hacer el
frotis, se seca. En el campo se cuentan los blancos y rosas hasta llegar a 100
células, se expresa en porcentaje.
126
Figura 40. Esquema comparativo de vivos y muertos con tinción de Eosina-Nigrosina.24
9. El frotis se utiliza para evaluar la morfología de las células espermáticas, se
cuentan todos los espermatozoides del campo, los normales y anormales hasta
llegar a 100 y se expresa en porcentaje.
10. Para evaluar la concentración se utiliza la cámara de Neubauer, para llenarla se
realiza una dilución de 1: 200 esta se hace mezclando 1 ml de la dilución 1:100
con 1ml de una solución formulada. Se espera 5 minutos para que las células se
sedimenten. Se realiza el conteo de la siguiente manera:
a) Se localiza el cuadro central que esta dividido en 25 cuadros, que a su
vez están divididos en 16 cuadros cada uno.
b) Se realiza el conteo de los cuadros de las esquinas y central, se suman las
células y se multiplica por 10,000 000.
c) Los espermatozoides que tocan las líneas de arriba e izquierda se
cuentan, los de abajo y derecha no se contabilizan.
24
Realizado por Alcantar , UNAM. 2007.
127
Figura 41. Cámara de Neubauer.
CANAL TRANSVERSAL
CANALES LONGITUDINALES
25 CUADROS DIVIDIDOS
CADA UNO EN 16.
EL RECUENTO SE EFECTÚA EN
EL
ÁNGULO
SUPERIOR
IZQUIERDO EN DIRECCIÓN DE
LA FLECHA.
128
11. Para determinar el número
de dosis por eyaculado se utiliza la siguiente
formula:
Número de dosis =
progresiva
Volumen x Concentración x % de Motilidad
Concentración espermática por dosis
12. Al finalizar se limpiará todo el material que se utilizó y se limpiara y
desinfectaran las mesas, se entregara el material de laboratorio.
13. Al final de la práctica, se entregará la hoja de control de calidad de semen y un
reporte que incluya los datos con cada uno de los puntos de la evaluación que se
le realizo a la muestra, que además contenga:
a) Número de dosis que se obtiene del eyaculado.
b) Cuanto se necesita de diluyente si se requiere llenar pajillas de 0.25ml y
de 0.5ml.
129
HOJA DE CONTROL DE CALIDAD DE SEMEN
Universidad Nacional Autónoma de México.
Laboratorio de Reproducción e Inseminación
Artificial.
Nombre:____________________________
Fecha:________________
Calidad del Semen.
Información del eyaculado:
Especie:____________________
Nombre/Arete:_______________
Volumen (ml):_______________
Color:______________________
Consistencia:________________
Aspecto:____________________
Motilidad Masal (%):__________
Motilidad Progresiva (%):______
Concentración (x106):_________
Vivos (%):___________
Morfología (%):
Normal:_______
Muertos (%):_____________
Anorm. Primarias:________
Anorm. Secundarias:_______
Observaciones:
130
Diagrama Ecológico Práctica XIV. Técnica de evaluación de semen en ovinos.
Recolectar
ovino.
el
semen
de
Realizar la evaluación del
material biológico (semen)
Fin de la
Práctica
El sobrante del material
biológico se desecha en la
tarja adicionando agua con
hipoclorito al 1%.
Limpiar y desinfectar la
mesa de trabajo
Recoger cualquier desecho
generado: guantes, toallas de
papel, etc.
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes (Frotis).
Depósito de basura
131
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XIV
TÉCNICA DE EVALUACIÓN DE SEMEN EN OVINOS.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio.
132
Práctica XV. Técnicas de conservación de semen. Preparación de diluyentes.
Duración: 2 horas
OBJETIVO.
El alumno conocerá los distintos tipos de diluyentes para la conservación de semen en
las diferentes especies domésticas.
Realizar un tipo de diluyente para semen de ovino.
GENERALIDADES.
El semen obtenido y evaluado como apto, requiere un procesamiento adecuado para
garantizar la capacidad fecundante de los espermatozoides, durante el tiempo entre la
eyaculación y su utilización para la inseminación artificial. El esperma eyaculado no
sobrevive durante largos periodos, a menos que se hayan añadido agentes protectores
(Aisen, 2004).
Los espermatozoides viven fuera del organismo solamente durante un tiempo limitado,
la capacidad de síntesis lipídica y proteica de estos es muy reducida dado que no
cuentan con aparato de Golgi y solo contiene cantidades muy pequeñas de RNA.
Precisamente por esto, cuando el semen colectado se va ha utilizar para inseminar se
deberá usar lo mas pronto posible ó proceder a su dilución y conservación (Bayard,
2006).
Los diluyentes
son sustancias que se agregan al eyaculado para conservar su
metabolismo, viabilidad y fertilidad.
De un diluyente se espera:
Que sea capaz de preservar la capacidad fecundante de los espermatozoides;
además de su motilidad.
133
Evitar la acidificación
del medio, consecuencia del metabolismo de los
espermatozoides.
Aportar nutrientes esenciales (de tipo energéticos), sustancias protectoras y
amortiguadoras.
Aumentar el volumen para poder inseminar un gran número de hembras.
Restringir el crecimiento de microorganismos
mediante la adición de
antibióticos, sulfas, antimicóticos y otras sustancias.
Reducir el metabolismo de los espermatozoides al mínimo al descender la
temperatura del semen diluido.
Capacidad de preparar al espermatozoide para la, congelación.
Existen gran cantidad de diluyentes, desde los químicos, constituidos por soluciones
salinas isotónicas, hasta aquellos que contienen sustancias orgánicas como yema de
huevo, leche o agua de coco. Cuando se usa leche, ésta deberá ser calentada
previamente en baño María a 96º C durante 10 minutos. La leche ultra pasteurizada ya
no necesita inactivarse por calor, es estéril, barata y se puede mantener por cierto tiempo
(Aspron, 1985; Aisen, 2004).
Deben emplearse sustancias puras y equipo limpio a fin de excluir materiales tóxicos
del ambiente espermático. Los diluyentes deben prepararse en forma aséptica y
almacenarse por menos de una semana, a menos que se congelen. Suele agregarse un
carbohidrato simple, como glucosa, como fuente de energía para los espermatozoides.
Se utilizan tanto yema de huevo como leche para proteger a las células espermáticas
contra el choque térmico cuando son enfriadas desde la temperatura corporal hasta 5º C.
Dichas sustancias también contiene nutrimentos usados por los espermatozoides.
Pueden emplearse diversos amortiguadores para mantener un pH cercano al neutro y
una presión osmótica aproximada de 300mOsm, equivalente a los del semen, plasma
sanguíneo y leche. Para inhibir la proliferación de microorganismos en el semen, se
agregan penicilina, estreptomicina, polimixina B, u otras combinaciones antibióticas
(Sorensen, 1984).
134
Los diluyentes para conservar el semen o temperatura ambiental, conservan el semen a
una temperatura fija dentro del rango de 15 a 25ºC durante varios días. Los diluyentes
para conservar el semen en refrigeración (4ºC) pueden ser leche, el diluyente base de
citrato de sodio-yema de huevo, Tris-yema de huevo y preparaciones que conserven el
semen hasta por 3 días (Sorensen, 1984).
Los diluyentes para congelamiento básicamente son los mismos a los que se les agrega
glicerol que es un anticongelante. Si el espermatozoide se congela en ausencia de un
anticongelante, las células se lisan y mueren, ya que las formaciones cristalinas del
hielo son como agujas que punzan al espermatozoide. El anticongelante produce un
cambio en la formación los cristales de hielo, de modo que estos forman capas en vez de
agujas. Los espermatozoides son capaces de soportar el proceso y permanecen viables.
Una dilución excesiva provoca una disminución de la motilidad y de la capacidad
fecundante de los espermatozoides, por tanto, la tasa de dilución debe ser adecuada
para asegurar la eficacia del diluyente pero no excesiva. Como norma general, se
considera que el nivel óptimo de dilución debe ser entre ½ y 1/3 (Sorensen, 1984).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Probetas, jeringas de 3 y 5 ml, vaso de precipitado,
filtros, bascula granataria, Parafilm, cucharillas.
MATERIAL ALUMNO: Bata, 1 huevo, jeringas 3cm3.
REACTIVOS: TRIS Hidroximetil-aminometano, Glucosa, ácido cítrico, yema de
huevo, glicerol, agua destilada.
ANTIBIÓTICOS: Penicilina, Estreptomicina.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
135
PROCEDIMIENTO.
Utilizando el cuadro de tasa de dilución, seleccionar el que se requiera para la
realización de la práctica, hay que tener especial atención en el momento del pesaje.
1. Depositar en una probeta el TRIS, Glucosa y el ácido cítrico.
2. Aforar con agua destilada a ¾ del total a preparar. Homogenizar.
3. Agregar la yema de huevo, mezclando perfectamente.
4. Agregar el glicerol.
5. Agregar Antibióticos.
6. Aforar hasta la marca de 100 ml, homogenizar perfectamente.
7. conservar a 4° C
8. Observar cada 12 hrs. Para observar posibles cambios en el diluyente.
(La contaminación produce cambios de color)
Cuadro 4. Tasa de dilución para la elaboración de diluyente.
Tasa de dilución
1: 2
1:3
1:4
5.814
4.361
3.876
3.634
Glucosa (g)
0.800
0.600
0.533
0.500
Ácido cítrico ( g)
3.184
2.388
2.123
1.990
Yema de huevo (ml)
24
18
16
15
Glicerol (ml)
8
6
5.3
5
Penicilina ( UI )
100,000
100,000
100,000
100,000
Estreptomicina (MG)
100
100
100
100
Agua destilada (ml)
100
100
100
100
TRIS (g)
1: 1
Hidroximetil-aminometano
136
EVALUACION DE PRÁCTICA XV.
1. Elabora 200ml de diluyente, anotando cada uno de los pasos a seguir, recuerda
que se tiene
que calcular los constituyentes. Ya realizado el diluyente, se
conserva en refrigeración, observando cada 12 horas durante 2 días y reportar si
hay cambios de la coloración. Al entregar el ejercicio se evaluara la práctica.
La distribución será la siguiente para los equipos:
Equipo
Tasa de Dilución
1
1:1
2
1:2
3
1:3
4
1:4
5
1:1
6
1:4
137
Diagrama Ecológico Práctica XV. Técnicas de conservación de semen. Preparación de
diluyentes.
Preparación del Diluyente
Fin de la
práctica
Recoger cualquier
desecho generado:
papeles, toallas de papel,
etc.
Depósito de basura
Conservar en refrigeración el
preparado.
Observar cada 12 hrs.
posibles cambios en el
diluyente, por 2 días.
Pasado este tiempo se
desecha el diluyente en la
tarja.
138
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÒN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XV
TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN DE SEMEN. PREPARACIÓN DE
DILUYENTES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
139
Práctica XVI. Técnica de congelación de semen.
Duración: 4 horas
OBJETIVOS
El alumno conocerá la técnica de conservación de semen por congelación.
El alumno realizará la técnica de congelación con semen de ovino.
GENERALIDADES
Las ventajas del semen congelado sobre el fresco o el refrigerado se fundamentan en el
tiempo de conservación. Mientras que el semen refrigerado solo puede ser conservado
por un corto periodo de tiempo, menor de 5 a 7 días, el semen congelado tiene un
periodo ilimitado de conservación mientras permanezca sumergido en nitrógeno líquido
(Evans y Maxwell, 1987).
El procesamiento del semen para su preservación por congelación y conservación en
nitrógeno líquido involucra los siguientes pasos (Aisen, 2004):
1) Dilución
Con el fin de reducir al mínimo las lesiones asociadas con el choque por frío y con el
proceso de congelado-descongelado, los espermatozoides se diluyen en medios
especiales, éstos poseen azucares, amortiguadores del pH, lípidos (yema de huevo),
crioprotectores (el mas utilizado es el glicerol) y otros aditivos como los antibióticos
(Linde-Forsberg, 2006).
2) Enfriado
Para lograr una preservación adecuada de los espermatozoides, es necesario el descenso
cuidadoso de la temperatura; esto es, ir de 30ºC hasta 5ºC en aproximadamente 2-3
horas. Una vez alcanzada esta temperatura (5ºC) se lleva a cabo el periodo de equilibrio,
es decir es la etapa en la que se adiciona la fracción del diluyente que contiene el
glicerol y éste penetra al interior del espermatozoide estableciendóse un equilibrio entre
140
las concentraciones intra y extracelulares, este periodo puede variar de 30 a 120 minutos
(Aisen, 2004).
3) Envasado
Los recipientes mas utilizados para la congelación de semen son las pajillas de PVC
(Cloruro de polivinilo) de tipo francés. Estas pajillas están disponibles en dos
presentaciones: de 0.25 y 0.5ml, ésta última es la más comúnmente utilizada. Estas
pajillas miden 13.5mm de longitud y 3 ó 1.5mm de diámetro interno. La pajilla en uno
de sus extremos, contiene un tapón integrado por un par de cilindros fibrosos y una
pequeña cantidad de polvo de acetato de polivinilo encerrado entre ellos, esto permite
sacar el aire para meter por succión el semen diluido al interior del recipiente. Una vez
lleno, la humedad moja el polvo, formando un sello (Sorensen, 1984; Aisen, 2004).
Figura 42. Pajilla de envasado.
4) Congelación
Después del periodo de equilibrio, las pajillas se exponen a los vapores de nitrógeno a
una altura determinada sobre el nivel del nitrógeno líquido, a aproximadamente una
temperatura de -80 y -100ºC durante un periodo variable de tiempo, en promedio 10
minutos; después, las pajillas se sumergen en el nitrógeno líquido (Salamon y Maxwell,
2000).
5) Almacenamiento
Una vez congeladas, las pajillas se trasladan a un termo con nitrógeno líquido, donde se
conservan por largo tiempo. Este termo conserva el semen congelado a una temperatura
141
de -196ºC en nitrógeno líquido; estos equipos se construyen con aleaciones metálicas
resistentes (Sorensen, 1984).
Figura 43. Termo de nitrógeno liquido.25
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Termo para nitrógeno liquido, caja de poliestireno
(unicel), pajillas, rejilla, pinzas largas, acetato de polivinil (PVA) en polvo.
MATERIAL ALUMNO: Bata, plumones de tinta indeleble de punto fino.
REACTIVOS: Diluyente para semen de ovino, semen de ovino, nitrógeno liquido.
MATERIAL DE DESINFECCIÓN: Desinfectante (hipoclorito al 1%), toallas de
papel.
25
Termos utilizados en el Laboratorio de Reproducción e Inseminacion Artificial de FES Cuautitlán , El
de la Izquierda es un termo en uso, el de la derecha es un termo utilizado para mostrar las partes que lo
componen a los estudiantes.
142
PROCEDIMIENTO
1. Se realiza la obtención y evaluación macro y microscópica del semen.
2. Se realiza la dilución del semen: en primer lugar se agrega la mitad del volumen final
semen+diluyente, la segunda parte se agrega a 5ºC, esta segunda fracción contiene el
glicerol necesario para la crioprotección. Para conocer la cantidad de diluyente que se
agregará al semen se utilizará la siguiente formula:
Volumen (ml del eyaculado) X Concentración (miles de millones de células por ml) X Células móviles (%)
Número recomendado de espermatozoides por dosis de IA
Ejemplo:
1.3 (volumen) X 3800 (concentración) X 0. 80 (% Motilidad progresiva)
200
= 20 dosis de 200 millones de espermatozoides móviles
Si se van a envasar en pajillas de 0.25ml, el volumen requerido semen+diluyente es
5.0ml
.
Si se tiene 1.3ml de semen, el volumen de diluyente a agregar es 3.7ml (5.0 – 1.2)
Entonces, en la primera parte de la dilución se agrega diluyente al semen hasta
completar 2.5ml entre ambos.
En la segunda parte de la dilución se agrega 2.5ml de diluyente que contiene glicerol (el
doble de la concentración final: si la concentración final es de 4%, esta fracción
contendrá 8% de glicerol).
3. Se realiza el envasado de las pajillas, succionando con la boca o con una jeringa
conectada a un cilindro de látex en el extremo donde se encuentra el tapón, para llenar
el interior con el semen diluido. Previamente, se identificará cada pajilla con el plumón
de tinta indeleble.
Con una jeringa de insulina se saca el líquido excedente de la pajilla de forma que se
deje un espacio de aproximadamente 0.5ml para sellar; con la ayuda del PVA se sella el
lado opuesto de la pajilla.
143
4. Se procede a la congelación, en la caja de unicel se vierte el nitrógeno líquido,
colocando las pajillas sobre una rejilla para que la congelación se efectué sobre los
vapores de nitrógeno líquido. Después de unos minutos se sumergen las pajillas en el
nitrógeno líquido.
5. Por ultimo, las pajillas se trasladan a un termo con nitrógeno líquido donde se
mantendrán hasta su utilización en la Inseminación Artificial.
6. El material de cristalería utilizado en la práctica se lavará con agua y jabón,
inmediatamente después se enjuaga con agua destilada y se colocará en la estufa, que se
localiza en el laboratorio.
7. El material punzo-cortante se depositará en el contenedor rojo que se localiza en el
laboratorio.
8. La limpieza y desinfección del área de trabajo por parte de los alumnos, es de suma
importancia para mantener limpio el laboratorio.
9. Como punto final el profesor realizará la evaluación de la práctica.
144
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA XVI.
1.- ¿Cuál es la concentración espermática necesaria en las pajillas de semen ovino, para
que se cubra a la hembra?
2.- Realiza el siguiente ejercicio:
Macho Ovino (arete 360)
En el examen macroscópico presentó las siguientes características:
Volumen del eyaculado 1.1ml
Color blanco lechoso
Consistencia cremosa, sin presencia de partículas extrañas.
En el examen macroscópico presentó los siguientes datos:
Motilidad masal con un valor de 2 (escala de 0-3)
Motilidad progresiva 75%
Vivos (membrana intacta) 85%
Normales 73
Concentración espermática de 4356 X106
a) Menciona el número de dosis que se obtiene de este eyaculado
b) ¿Cuál es el volumen requerido si se envasan en pajillas de 0.25ml o de 0.5ml?
c) ¿Cuál es el volumen de diluyente requerido para cada caso?
d) Da tu opinión de este eyaculado
145
Diagrama Ecológico Práctica XVI. Técnica de Congelación de Semen.
Recolección de semen
Evaluación de semen
Dilución
Enfriado y
envasado
Congelación
Fin de la práctica
Limpiar y desinfectar la
mesa de trabajo
El sobrante del material
biológico (semen, yema de
huevo, diluyente) se desecha
en la tarja adicionando agua
con hipoclorito al 1%.
Recoger cualquier desecho
generado: pajillas, guantes,
toallas de papel, etc.
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo cortantes (Frotis)
Depósito de basura
Incineración
146
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVI
TÉCNICA DE CONGELACION DE SEMEN
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
147
Práctica XVII. Técnica de Inseminación Artificial en rumiantes.
Duración 4 horas
OBJETIVO.
Capacitar a los alumnos para que adquieran la habilidad en la aplicación de técnicas de
inseminación artificial en rumiantes.
GENERALIDADES.
Entendemos por inseminación el acto mediante el cual el macho deposita el semen
dentro del aparto reproductor de la hembra. Dependiendo de la especie animal que se
trate, y del sistema de explotación al que se vean sometidos los animales, las hembras se
pueden inseminar de forma natural o artificial. Es importante practicar cualquiera de los
dos métodos, pero en esta ocasión nos enfocaremos en la Inseminación Artificial (IA)
que no es otra cosa que la introducción de semen dentro del sistema reproductor
femenino sin que exista contacto entre el macho y la hembra (Verdeen, 2000).
La IA es una técnica que permite un mejor uso del material genético de los machos
cuyas características zootécnicas son superiores a la mayoría de los animales de su
especie. Desde el punto de vista productivo, representa una posibilidad para aumentar la
eficiencia en la producción de las especies domésticas (Días, 2006).
En los últimos años ha aumentado el interés en el uso de la IA en rumiantes, con el fin
de mejorar los sistemas de explotación, así como la calidad genética de la especie. Los
métodos tradicionales de la IA con semen fresco en ovinos tienen la limitante de
utilizar un carnero que se encuentra en lugares apartado, lo que reduce el número de
ovejas por inseminar. Además, el estrés que se produce con el transporte, tanto del
macho como de las hembras, disminuye el porcentaje de fertilidad. Con el semen
congelado es más sencillo y práctico manejar animales a grandes distancias y con
excelentes resultados (Aspron, 1985; Angulo, 1999).
148
La
Inseminación Artificial de la oveja y la cabra
puede ser vaginal, cervical o
intrauterina. En las vacas la Inseminación Artificial se realiza a nivel intrauterino. Los
métodos difieren en cuanto a su complejidad y expectativas de éxito. La Inseminación
Artificial vaginal es el método más simple y mas rápido (Salomón, 1990).
Las ventajas de la Inseminación Artificial, son la utilización de machos con
características superiores en cuanto a genética, se puede almacenar el semen, tras ser
congelado, durante mucho tiempo, incluso si el macho llegara a morir, Se pueden
controlar enfermedades venéreas con un adecuado examen previo al procedimiento de
IA, no es necesario tener un semental reduciendo los costos de mantenimiento. Las
desventajas
son que para alcanzar tasas de gestación
es necesario detectar con
exactitud el momento de la IA, la consanguinidad dentro del hato, propagación de
enfermedades si los sementales no son controlados en lo que a enfermedades venéreas
se refiere, si no se tiene un control de gastos esto puede desfavorecer la utilización de la
IA (Salomón, 1990; Delgadillo 2005; Días, 2006).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Vaginoscopios para ovejas, cabras y vacas, pipetas de
inseminación, pajillas con semen para inseminar ovejas, cabras y vacas.
MATERIAL ALUMNO: Botas, overol, cuerdas, piolas, marcador de ganado, toallas
de papel.
MATERIAL BIOLÓGICO: Hembras de bovinos, ovinos y caprinos.
PROCEDIMIENTO.
Técnica de inseminación artificial en vacas (Noakes, 1999):
1. El proceso de inseminación inicia con la inmovilización de la hembra que será
inseminada, es necesario cuidar que el inseminador este protegido de algún
accidente y que la paciente no sea lastimada en el procedimiento.
2. Es recomendable que se use la mano izquierda en el recto para manipular el
aparato reproductor, y la mano derecha para manipular la pistola de
inseminación (Figura 37).
149
3. Levantar la cola con la mano derecha y suavemente aplicar masaje al ano con la
mano izquierda, usando siempre un guante lubricado.
4. Juntar la punta de los dedos e insertar la mano hasta la muñeca.
5. Limpiar suavemente la vulva con una toalla de papel, para quitar el exceso de
estiércol.
6. Con la mano izquierda, formar un puño, se hace presión vertical sobre la vulva.
Esto abrirá los labios de la vulva y permitirá insertar la pistola de inseminación
varios centímetros, antes de tocar las paredes de la vagina.
7.
Insertar la pistola en un ángulo ascendente de 30 grados, para así evitar penetrar
a la uretra y a la vejiga.
8. Una vez que la punta de la pistola haya entrado unos 15 a 20cm en la vagina
levantar la parte trasera de la pistola hasta una posición casi horizontal, avanzar
la pistola hasta hacerla tocar la parte posterior del cérvix. Esta puede localizarse
mediante suave presión con el extremo del dedo índice.
9. Para depositar el semen, empuje el émbolo de la pistola para que el semen se
deposite en el cuerpo uterino. Si la punta de la pistola se encuentra a una pulgada
adelante del cérvix al momento de depositar el semen, este será depositado en un
solo cuerno.
10. La pipeta será retirada cuidadosamente.
Figura 44. Técnica de Inseminación Artificial en vacas.26
26
Realizado por Alcantar , UNAM. 2007.
150
Figura 45. Forma de depositar el semen en el cuerpo del útero.27
Técnica de inseminación vaginal en ovejas y cabras.
1. Se sujeta a la hembra, colocándola sobre una caja, paca o tubos, para que la parte
posterior de la paciente que en alto.
2. La vulva de la hembra se limpia con una toalla de papel.
3. Se introduce un vaginoscopio desinfectado y lubricado, con suavidad y extremo
cuidado, el cérvix es localizado con facilidad manipulando el vaginoscopio.
4. La pipeta de inseminación debe ser cargada por un ayudante.
5. Se introduce la pipeta, cerca del cérvix, se deposita el semen empujando el
embolo de la pistola.
6. Se retira con cuidado la pajilla, y se retira con cuidado el vaginoscopio.
7. La hembra se baja con cuidado de la superficie en la que se encuentra
Figura 46. Técnica de Inseminación Artificial en ovejas y cabras.28
27
28
Realizado por Alcantar, UNAM. 2007.
Adaptado de Delgadillo, J. A.; 2005.
151
Diagrama Ecológico Práctica XVII. Técnica de Inseminación Artificial en rumiantes.
Sujeción de las hembras
VACA
OVEJA Y CABRA
Localización del cérvix por palpación
utilizando guante de palpación con o sin
guante de látex
Se localiza el cérvix con ayuda
de un vaginoscopio.
Introducir
la
pipeta
de
inseminación,
depositar
el
semen en el cuerpo del útero
Introducir
la
pipeta
inseminación,
depositar
semen cerca del cérvix.
de
el
Fin de la
práctica
Recolectar y depositar los guantes y
pipetas de inseminación en una
bolsa amarilla.
Incineración
152
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVII
TÉCNICA DE INSEMINACIÓN ARTIFICIAL EN RUMIANTES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
153
PRACTICA XVIII. Recuperación, evaluación, clasificación y manipulación de
embriones.
Duración: 4 horas
OBJETIVO.
El alumno adquirirá la habilidad
de recuperar, evaluar, clasificar y manipular los
embriones de coneja.
GENERALIDADES.
RECUPERACIÓN DE EMBRIONES.
Consiste en recolectar del aparato reproductor de la hembra donante los huevos
fecundados después que descienden al útero
y antes que comience el proceso de
anidación o fijación su definitiva. En circunstancias especiales la recolección de
embriones se realiza postmortem (después de sacrificar a la hembra donadora para
aislar el aparato reproductor y obtener con toda comodidad los embriones; sin embargo,
esta técnica cae dentro del campo experimental y como es lógico, no es utilizada desde
el punto práctico (Pérez, 1985; Noden, 1990; Ruchebuch, 1991).
EVALUACIÓN DEL HUEVO Y DEL EMBRIÓN (Illera, 1994; Tribulo, 2006).
La valoración de los embriones permite seleccionar aquellos hipotéticamente mejores
para transferirlos a las mejores receptoras.
Algunas de las características que se analizan para calificar
a los embriones se
describen a continuación:
1. Comprensión de las células o blastómeros
2. Regularidad en la forma del embrión
3. Variación del tamaño celular
4. Color y textura del citoplasma
5. Presencia de grandes vesículas
6. Presencia de células extruidas
7. Diámetro
154
8. Regularidad de la zona pelúcida
9. Presencia de restos celulares
Los blastómeros siempre deberán tener el mismo tamaño, una coloración similar y una
textura parecida, no deben ser ni transparentes ni opacos. El citoplasma es granular,
desigualmente distribuido y contiene vesículas de tamaño moderado. El espacio
previtelino está vacío con un diámetro regular la zona pelúcida será lisa, sin arrugas y
no estará colapsada. No deben existir restos celulares (Martín, 1994).
CLASIFICACION DE EMBRIONES (Görlach, 1999).
Los embriones recolectados se clasifican según su edad y su estadio de desarrollo de la
siguiente manera:
M= Mórula temprana
MM= Mórula compacta.
BB= Blastocisto inicial.
UE= Ovocito no fecundado
DE= Embrión total o mayoritariamente degenerado.
155
Cuadro 5. Diferentes estadios del desarrollo embrionario.
Según se descripción cualitativa
se dará la clasificación de los embriones de la
siguiente manera:
Mórula Temprana
Mórula compacta
Blastocisto inicial
Blastocisto maduro
Blastocisto expandido
Blastocisto en eclosión
156
Según se descripción cualitativa
siguiente manera (Cuadro 6):
se dará la clasificación de los embriones de la
Clase 1 Calidad
excelente.
Embrión esférico, zona pelúcida
intacta,
cúmulo
celular
perfectamente estructurado con
células del mismo tamaño color
y textura.
Clase 2 Calidad
buena
Embrión esférico o ligeramente
elipsoidal, zona pelúcida intacta
algún blastómero suelto, cúmulo
celular perfecto.
Clase 3 Calidad
regular
Zona pelúcida intacta o dañada,
blastómeros
de
diferentes
tamaños, cúmulo celular con un
30 hasta un 60% de blastómeros
intactos, ligero retraso en el
desarrollo Estadio de 32 células.
Clase 4 Calidad mala Zona pelúcida intacta o dañada,
blastómeros degenerados y
sueltos en número considerable,
cúmulo celular suelto y con
menos del 30% de blastómeros
intactos, desarrollo retardado
con estadios embrionarios de
blastómeros grandes (32,16
células).
Clase 5 Embrión
degenerado
Zona pelúcida normalmente intacta, cúmulo celular con aspecto
desorganizado y suelto ,blastómeros de diferentes tamaños y
pignóticos en muchos casos , estadios de desarrollo ya
paralizado ( 2,4,8 hasta 16 células)
Clase 6 Ovocito no
dividido
Ovocito fertilizado o no, pero no dividido, rodeado de una zona
pelúcida intacta o no, perfectamente esférica.
157
MANIPULACIÓN DE EMBRIONES.
La micromanipulación de embriones se puede definir como el manejo aplicado a los
embriones entre los que se incluyen la sección de sus tejidos, la agregación de
sustancias o células de su interior, así como la separación de alguna de sus partes, entre
las que se puede incluir la zona pelúcida, que, de alguna manera, van a modificar su
morfología, pero manteniendo su funcionalidad (Peters, 1991; Wilmut, 1994).
MATERIAL DE LABORATORIO: 1 Bandeja , 3 cajas de Petri de 1000mm, 2 Bisturí
con navaja, 1 pinzas, aguja 18G, 2 jeringas de 10ml , Guantes de látex estériles, toallas
de papel.
MATERIAL BIOLÓGICO: 2 conejas y 1 macho
REACTIVOS: Gonadotropina coriónica equina (Folligon 1000UI), GnRH 1 frasco,
1litro de Solución Ringer.
PROCEDIMIENTO.
1. Las conejas serán superovuladas con eGC (Folligon), con el siguiente protocolo:
Servicio (68 h)
+ GnRH
Inyec. eGC
-4
-3
-2
-1
0
72 h. Recuperación
de embriones
1
2
3
4
5
2. En el día cero se les dará monta.
3. Las hembras serán sacrificadas 72 horas posteriores al servicio.
158
4. Los embriones se recuperan a través de un lavado del oviducto y útero. Se
utilizará como medio de lavado 40 ml de solución Ringer suplementada con 5%
de suero bovino que será vertida por el infundíbulo con la jeringa de 20 cc y
aguja punta roma de 18G de 1½ pulgadas.
5.
El líquido resultado del lavado se deposita directamente en la caja de Petri.
6. El líquido recuperado será revisado bajo un estereoscopio a 20X para buscar
embriones.
7. Ya localizados se procederá a evaluarlos morfológicamente a 40X.
8. Clasificar los embriones de acuerdo a criterios establecidos por Gölarch (1999).
159
EVALUACION DE LA PRÁCTICA XVIII.
Evaluación Visual de la práctica XVII.
1. Mencione lo que observa en las diapositivas:
a)
b)
c)
2. Esquematiza los diferentes estadios embrionarios.
3. Califique y clasifique el siguiente grupo de embriones.
160
Diagrama Ecológico Práctica XVIII. Recuperación, evaluación, clasificación y
manipulación de embriones.
Superovulación y
monta a las 68 h
Recolección de las
jeringas, agujas y frascos
vacíos
Sacrificio de las conejas
Incineración
Necropsia, disección del
aparato reproductor de la
hembra, lavado del oviducto y
útero.
Recuperación, manipulación y
clasificación de embriones
Fin de la
Práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo-cortantes
El sobrante del lavado
se desecha en la tarja.
Depositar en bolsas amarillas los
cadáveres y los guantes de látex.
Incineración
161
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVIII.
RECUPERACIÓN, EVALUACIÓN, CLASIFICACIÓN Y MANIPULACIÓN DE
EMBRIONES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
162
PRACTICA XIX. Transferencia de embriones.
Duración: 4 horas
OBJETIVO.
El alumno conocerá las técnicas de superovulación y transferencia embrionaria y será
capaz de aplicar uno de los métodos de transferencia en la coneja, a nivel experimental.
GENERALIDADES.
El transplante de embriones es un método de reproducción artificial basado en la
transferencia de embriones producidos por una hembra donante (madre genética
superior) a hembras receptoras (madres portadoras) que lo gestan hasta su nacimiento.
La producción de embriones ha sido propuesta como una metodología tendiente a la
preservación de especies en peligro de extinción, que brinda la posibilidad de disponer
de bancos genéticos para su conservación y un seguro sanitario para evitar la
transmisión de enfermedades. A su vez, el incremento en la eficiencia de la producción
y congelamiento de embriones podrá ser utilizado para constituir rebaños con el mínimo
riesgo de ser portadores de enfermedades y permitir una amplia difusión mundial de
animales con alto mérito genético. Los tratamientos hormonales para inducir la
ovulación múltiple y la transferencia de embriones permiten utilizar de manera
intensiva a las hembras genéticamente superiores, en forma similar al aprovechamiento
que se realiza con los machos por medio de la inseminación artificial (Gibbons, 1995).
Los primeros intentos de la transferencia de embriones, fueron enfocados más hacia la
experimentación que hacia la práctica. En 1980 Heape consiguió transferir embriones
de coneja, esto ocurrió casi 50 años antes de que Warwick, Berry y Horlacher
experimentaran con ovejas, ya en 1940 esta técnica era de gran interés para los
investigadores. La transferencia de embriones, al igual que la inseminación artificial, es
una técnica que bien puede clasificarse como manipulación genética. La principal
163
ventaja es aumentar la capacidad reproductora de las hembras que poseen un gran valor
genético (Warwick, 1980; Sorensen, 1982; Illera, 1994).
La transferencia de embriones consiste en recoger embriones de alta calidad genética
del aparato del aparato genital de una hembra donante y depositarlos en el de otra
hembra receptora, por lo general de inferior condición genética, siendo ésta la que
mantiene la gestación a término (Sorensen, 1982; Noden, 1990; Illera, 1994).
VACAS DONADORAS.
El valor de la donadora puede ser definido de acuerdo a diferentes criterios según los
beneficiarios. Sin embargo, en el caso de la aplicación práctica de la técnica para el
mejoramiento genético del ganado, debemos escoger a las vacas más productivas como
donadoras. No deben presentar enfermedades hereditarias, tener excelente historial
reproductivo y salud, alto valor en el mercado, ciclos estrales regulares, no tener
enfermedades que afecten la fertilidad, no ser demasiado viejas (Illera, 1994).
VACAS RECEPTORAS.
La receptora ideal es una vaca joven, libre de enfermedades, de probada fertilidad y
habilidad materna. Además, debe tener un tamaño adecuado para no presentar
problemas al parto. Aunque la raza no es un factor importante, generalmente se acepta
que las vacas cruzadas tienen mayor fertilidad (Hafez, 1993).
La Transferencia de Embriones incluye varias etapas, desde la selección de donadoras
hasta la transferencia del embrión. Las principales etapas relacionadas son (Ruchebusch,
1991; Tribulo, 2006):
Inducción de la superovulación (donadora).
Fertilización
Sincronización del ciclo estral (receptoras).
Recolección de los embriones (donadora).
Clasificación de los embriones.
Almacenamiento por corto plazo y cultivo.
Criopreservación.
Transferencia de los embriones (receptoras).
164
La superovulación es proceso mediante el cual los ovarios son estimulados para
producir mayor numero que el normal
de folículos
ovulatorios y, por lo tanto,
liberación de ovocitos (Peters, 1991).
EQUIPO E INSTRUMENTOS: Material de cirugía. Dos jeringas desechables de 20
ml. una caja de Petri de 200 ml., 8 cajas de Petri de 100 ml. cuadriculadas, 3 equipos
Venoset para terapia de fluidos, agujas calibre 22, catéter endovenoso (punzocat) de
calibre 17 ó 18, 2 matraces de Erlenmeyer de 100 ml., 2 matraces de Erlenmeyer de
250 ml., 2 microscopios estereoscópicos, un microscopio óptico, un portaobjeto
cóncavo, 2 jeringas insulínicas con agujas, 5 pipetas Pasteur, una estufa bacteriológica
(37º C), un baño maría (37° C), una mesa de cirugía, una tabla de madera, tres paños de
algodón.
MATERIAL BIOLÓGICO: 2 conejas adultas con ciclos estrales regulares, 1 conejo
adulto
REACTIVOS: Un frasco de 1000 UI de PMSG, un frasco de 2500 UI de HCG, un litro
de solución Hartman, 3600 ó 400 ml. de suero sanguíneo de conejo o bovino inactivado,
un frasco de propiopromazina, 1 frasco de pentobarbital sódico, 2 frascos con 800 UI
de penicilina G sódica,
SOLUCIONES ANTISÉPTICAS. Yodo 5%, benzal, jabón quirúrgico.
165
PROCEDIMIENTO.
Por razones de recursos y tiempo, esta práctica será demostrativa, realizándola
únicamente un equipo de alumnos voluntarios asesorados por el maestro. La
metodología que se seguirá es según el modelo didáctico-teórico experimental
elaborado por Villegas, por lo cual sólo se enumeran los pasos (para ampliar la
metodología ase sugiere consultar el modelo del autor antes citado como complemento
de esta práctica:
•
Plática general explicativa.
•
Selección de donadoras y receptoras.
•
Superovulación.
•
Detección de celos.
•
Fertilización.
•
Sincronización estral.
•
Recolección de embriones.
•
Identificación y evaluación de embriones.
•
Transferencia de embriones.
166
EVALUACIÓN DE LA PRÁCTICA XIX.
Los alumnos entregaran un trabajo escrito de la técnica de transferencia de embriones,
por equipo, donde se describa la técnica.
El trabajo deberá contener:
Portada (Con el nombre de los alumnos de cada equipo)
Índice
Generalidades
Comentarios
Bibliografía.
167
Diagrama Ecológico Práctica XIX. Transferencia de embriones.
Selección de donadoras y
receptoras.
Recolección de las
jeringas, agujas y frascos
vacíos
Superovulación.
Incineración
Detección de celos y
Fertilización
Recuperación, manipulación y
clasificación de embriones
Transferencia de embriones
El sobrante del lavado
se desecha en la tarja.
Fin de la
Práctica
Colocar en el recipiente rojo los
desechos punzo-cortantes
Depositar en bolsas amarillas los
cadáveres y los guantes de látex.
Incineración
168
HOJA DE CONTROL DE LABORATORIO
REPRODUCCIÓN ANIMAL E INSEMINACIÓN ARTIFICIAL
PRÁCTICA XVIII.
TRANSFERENCIA DE EMBRIONES.
Nombre del alumno:
Fecha:
Grupo:
Equipo:
SI
NO
Cumple con los lineamientos del laboratorio
Investigó previamente
Cumplió con el material solicitado
Trabajo individual
Trabajo en equipo
Observaciones:
Puntos obtenidos:
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
Nombre y Firma del profesor de laboratorio
169
REFERENCIAS
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