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Trabajo Práctico Nº 2.
Medios de cultivo – Obtención y preparación de muestras
2013
TRABAJO PRÁCTICO N° 2
PARTE A: MEDIOS DE CULTIVO.
OBJETIVOS
- Fundamentar la composición de diferentes medios de cultivo conociendo los
requerimientos
energéticos, nutricionales y ambientales de los principales grupos de microorganismos.
- Reconocer la presencia de los gérmenes en todos los hábitats naturales y en los seres humanos.
- Conocer los distintos instrumentos,
materiales y medios de cultivo que se utilizan más
frecuentemente en el Laboratorio de Microbiología durante
la
siembra y transplante de
microorganismos.
- Adquirir conocimiento y destreza en el manejo de la técnica aséptica.
INTRODUCCIÓN
Definición:
un MEDIO DE CULTIVO es una preparación nutritiva, natural o
artificial, sólida,
semisólida o líquida, que suministra al microorganismo cada una de las sustancias fundamentales, una
fuente de energía y las condiciones ambientales adecuadas para su crecimiento y multiplicación,
aproximándose lo más posible a las condiciones de su hábitat natural o nicho ecológico.
COMPOSICIÓN Y FORMA DE PREPARACIÓN DE DISTINTOS MEDIOS DE CULTIVO
1. Caldo nutritivo
Extracto de carne ...............................................................................0.15 g
Peptona ..................................................................................................0.25 g
NaCl..........................................................................................................0.25 g
Utilizando un erlenmeyer, se disuelve cada uno de los componentes ya pesados, en 50 ml de agua
destilada. Homogeneizar. Ajustar el pH a 7 (6.8-7.2). Envasar todo el volumen en un recipiente
limpio. Tapar con papel. Rotular. Esterilizar en autoclave 15 min a 121°C 1 atm.
2. Agar nutritivo
Extracto de carne ...............................................................................0.45 g
Peptona .................................................................................................0.75 g
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NaCl..........................................................................................................0.75 g
Agar ............................................................................................................... 3 g
Agua destilada ...................................................................................150 ml
Esta fórmula nutritiva se proveerá como un polvo con el peso adecuado que se rehidratará en 150
ml de agua destilada utilizando un erlenmeyer. Tapar con papel. Rotular. Fundir a ebullición en
una olla. Retirar y dejar enfriar a 55-60°C. Homogeneizar bien. Ajustar el pH a 7-7.2 empleando
cinta indicadora de pH de uso externo. Neutralizar con ácido o base según corresponda.
Envasar en tubos en cantidades de 15 ml si se desea obtener agar derecho (para volcar en placa de
Petri en prácticos posteriores), o en cantidades de 7 ml si se desea obtener agar inclinado o en pico
de flauta. Luego de tapar con algodón, tapa a rosca o tapón plástico, esterilizar en autoclave bajo
las condiciones anteriormente descritas. Antes de solidificar, los tubos que contienen 7 ml se
inclinan sobre una tabla para que solidifique en pico de flauta. Los que contienen 15 ml se dejan
solidificar en posición vertical.
3. Agar sulfuro-indol-movilidad (SIM)
Peptona de caseína .................................................................................. 1 g
Peptona de carne ................................................................................0.33 g
Citrato de amonio y hierro (III) ...................................................0.01 g
Tiosulfato de sodio ............................................................................0.01 g
Agar .........................................................................................................0.15 g
Agua destilada ..................................................................................... 50 ml
Esta fórmula nutritiva se proveerá como un polvo deshidratado con el peso adecuado que se
rehidratará en 50 ml de agua destilada utilizando un erlenmeyer. Tapar con papel. Rotular. Fundir
a ebullición en una olla. Retirar y dejar enfriar a 55-60°C. Homogeneizar bien. Ajustar el pH a 7-7.2.
Envasar en tubos de hemólisis en cantidad de 3 ml por tubo. Luego de tapar con algodón,
esterilizar en autoclave a bajo las condiciones anteriormente descritas. Dejar
solidificar en
posición vertical.
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4. Agar sangre
Material necesario:
-1 tubo de agar nutritivo derecho
-glóbulos rojos de carnero
-1 placa de Petri
Fundir el agar nutritivo en tubo y enfriarlo a 50- 55°C. En cámara de bioseguridad desenvolver una
placa de Petri estéril y colocar 0.5 ml de sangre por cada 10 ml de medio de cultivo, de manera que se
obtenga una concentración final de 5%. Volcar el agar fundido sobre la sangre. Homogeneizar
haciendo movimientos circulares suaves. Secar. Sembrar. Incubar en un recipiente con CO2 (tarro con
vela) a 37°C durante
24-48 h. Observar la hemólisis.
Ajuste de pH para medios preparados en el laboratorio
Se pueden utilizar ácidos tales como chlorídrico, acético, láctico o tartárico, y álcalis como hidróxido
de sodio 1 N.
El pH debe medirse antes de la esterilización de los medios.
Conservación de los medios de cultivo
La estabilidad de los medios de cultivo es limitada. De no utilizarlos inmediatamente, se conservarán a
4-10°C en refrigerador.
EXCEPCION: Los medios con tioglicolato se conservan mejor a temperatura ambiente.
Control de esterilidad
Se realizará para todos los medios recién esterilizados. A tal fin, se colocará un parte de los tubos
conteniendo los medios en estufa de 37°C durante 24 h, y se observará desarrollo o ausencia de
desarrollo de microorganismos sobrevivientes al proceso de esterilización en autoclave.
BIBLIOGRAFÍA
- Escudero M.E. Medios de cultivo (parte 1). 2012. Explicación de Trabajo Práctico. Microbiología General, FQBF,
Universidad Nacional de San Luis.
- Madigan, Martincko. 2009. Brock, Biología de los microorganismos. 10ª. Edición. Pearson-Prentice Hall.
- Manuales de medios de cultivo, ver:
- www.merck.com.ar
- www.britanialab.com.ar
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PARTE B: SIEMBRAS Y REPIQUES
INTRODUCCIÓN
Siembra: se entiende por siembra al acto de transferir o colocar un microorganismo en un medio de
cultivo adecuado. La transferencia se efectúa desde el hábitat natural (nicho ecológico) al medio de
cultivo.
Por ejemplo, se efectúan siembras desde distintos materiales biológicos (esputo, orina, materia fecal,
etc.) cuando existe sospecha de infección y se quiere aislar el agente causal. También se pueden
efectuar siembras desde los más diversos materiales, por ej. agua, tierra, aire, etc. Con esto se
demuestra la universalidad de los gérmenes.
Transplante o repique: es la transferencia de gérmenes desde un medio de cultivo a otro.
Se efectúan repiques cuando se desea obtener un cultivo puro a partir de uno mixto, mantener cepas,
o efectuar estudios químicos, bioquímicos o culturales.
A. ¿Con qué se siembra?

Ansa
Recta
En anillo

Pipetas
Comunes (de 1, 2, 5, 10 y 25 ml)
Pasteur rectas
Pasteur a bolas

Micropipetas

Espátula de Drigalski y “palo de hockey”
de diferentes volúmenes: 2, 10, 20, 100, 200 y 1000 µl
para sembrar en superficies grandes (caja de
Petri, botellas de Roux, etc.)

Hisopo
ídem anterior.
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B. ¿En qué se siembra?

Medios líquidos

Medios sólidos
1,5 – 2 % de solidificante
Agar inclinado o en pico de flauta
Agar en caja de Petri o botella de Roux

Medios semisólidos
agar blando, 0.2-0.3% de solidificante
C. ¿Cómo se siembra?

Medios sólidos
En placa de Petri
Extensión
Estrías
espátula de Drigalski
ansa en anillo
ansa recta
Placa vertida inóculo más agar fundido y enfriado a 45-50°C
En superficie inclinada
En estrías
Por contacto

En medio semisólido (agar derecho)

En medios líquidos
por punción
con ansa recta (preferentemente)
MATERIALES Y MÉTODOS
-
Elementos de siembra: un ansa recta y un ansa en anillo, hisopos estériles.
-
Material de vidrio preparado y esterilizado: placas de Petri, hisopos, pipetas estériles, ansas.
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-
Frascos de descarte con lavandina al 10%
-
Medios de cultivo: agar nutritivo derecho, agar nutritivo inclinado, agar sangre, agar Mueller
Hintlton.
-
Agua destilada
-
Probetas, pipetas
-
Alcohol 70% y algodón. Repasador.
-
Elementos de protección personal: guaradapolvo, guantes, barbijo.
Algunos elementos de siembra utilizados en Microbiología
Ansas en anillo y un ansa recta
Micropipeta con tip estéril
Espátula de Drigalski
Pipeta Pasteur
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Técnica aséptica para siembras y repiques
Las operaciones que se describen a continuación están dirigidas a personas diestras. Proceder de
modo similar pero con las manos opuestas en caso de personas zurdas. Observar Figura 5.3 para
entender la técnica.
1. Siembras en agar semisólido o blando por punción o picadura:
Esterilizar a la llama (al rojo) el alambre del ansa. Dejarlo enfriar 5 seg. Tomar el tubo del cual se
va a extraer el inóculo con la mano izquierda, con el meñique de la mano derecha quitar el tapón
del tubo, flamear la boca y mantenerlo oblicuo, casi horizontal, para reducir al mínimo el peligro
de contaminación. Retirar con el ansa esterilizado una pequeña cantidad de cultivo (inóculo),
flamear nuevamente la boca del tubo, taparlo y dejarlo en la gradilla. Tomar el tubo que se va a
sembrar con la mano izquierda, quitarle el tapón con el meñique de la derecha, flamear la boca del
tubo y con el ansa cargado de inóculo picar el medio hasta aproximarse al fondo del tubo. Retirar
con cuidado el ansa, flamear la boca del tubo, taparlo y esterilizar el ansa antes de dejarla sobre la
mesa. El tubo sembrado se marca para identificarlo colocando en el rótulo el medio, lo que se
sembró y la fecha. Luego se lleva a incubar a temperatura adecuada durante el tiempo necesario.
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http://www.microinmuno.qb.fcen.uba.ar/guia.pdf
2. Siembras sobre medios inclinados (en pico de flauta)
Esterilizar a la llama el alambre del ansa. Dejarlo enfriar 5 seg. Tomar el tubo del cual se va a
extraer el inóculo con la mano izquierda, con el meñique de la mano derecha quitar el tapón del
tubo, flamear la boca y mantenerlo oblicuo, introducir el ansa estéril, retirar una pequeña cantidad
de cultivo, flamear la boca del tubo, taparlo y dejarlo en la gradilla. Tomar el tubo que se va a
sembrar con la mano izquierda, quitarle el tapón con el meñique de la derecha, flamear la boca del
tubo, mantenerlo inclinado, introducir el ansa cargada al tubo y extender el inóculo sobre la
superficie del medio trazando estrías a intervalos de pocos mm empezando por abajo, retirar el
ansa, flamear la boca del tubo y taparlo. También esterilizar el ansa antes de dejarla sobre la mesa.
Como en la siembra anterior, rotular el tubo y luego llevarlo a incubar.
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http://www.microinmuno.qb.fcen.uba.ar/guia.pdf
3. Siembra en placa de Petri
Preparación de placa de Petri. Fundir en baño de María hirviente un tubo de agar derecho.
Enfriarlo a 45-50°C en un baño. Secarlo. Destaparlo. Flamear la boca del tubo y volcar el contenido
en una caja de Petri estéril, rotar la caja sobre la mesa de manera que se forme una capa uniforme.
Dejar solidificar. Secar en estufa a 37°C 5 min y luego sembrar.
http://www.microinmuno.qb.fcen.uba.ar/guia.pdf
Siembra por estrías. En estos casos las células son separadas por agotamiento, al realizar estrías
sobre la superficie del agar. El inóculo inicial tiende a diluirse progresivamente con cada estría
sucesiva.
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Procedimiento:
1.
Tomar una caja de Petri con el medio de cultivo adecuado ya solidificado y dividir la base de la
caja (con marcador indeleble del lado externo) en 3-4 sectores
2. Sembrar por orden en cada cuadrante en zigzag.
3. Una vez sembradas, las cajas se incuban invertidas
http://www.microinmuno.qb.fcen.uba.ar/guia.pdf
4. Siembra en medios líquidos en general: (caldo, leche, agua peptonada, medio mineral de fosfato,
etc.)
Los medios transparentes se deben sembrar con ansa recta, tratando de transportar poco inóculo. Los
demás se pueden sembrar con ansa, o bien con pipetas estériles.
Siembra en medios líquidos con ansa:
Una vez que el ansa esterilizada fue cargada con el inóculo, tomar con la mano izquierda el tubo con
medio líquido a sembrar, con el meñique de la mano destaparlo, flamear la boca del tubo y
mantenerlo inclinado, introducir el ansa y descargar el inóculo. Retirar el ansa, flamear la boca del
tubo, taparlo, esterilizar el ansa antes de dejarla sobre la mesa, rotular el tubo y llevarlo a incubar.
Siembras de medios líquidos con pipetas:
Tomar la pipeta estéril (puede estar en tambores de aluminio o bien envuelta en papel), pasarla
ligeramente por la llama. En la mano izquierda tenemos el tubo del cual vamos a extraer el inóculo,
con el meñique de la derecha lo destapamos, flameamos y mantenemos inclinado, introducimos la
pipeta, aspiramos el volumen deseado, flameamos el tubo, tapamos y dejamos en la gradilla con la
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mano izquierda. Tomamos el tubo con el medio de cultivo que vamos a sembrar, con el meñique
derecho lo destapamos, flameamos e introduciendo la pipeta sin llegar hasta el líquido sembramos
el volumen deseado (gotas, ml, etc.). Flamear la boca del tubo, taparlo y colocar la pipeta en
recipientes que contengan mezcla sulfocrómica o solución desinfectante. Una vez hecho esto, el
tubo se rotula y se incuba.
Siembras de medios líquidos o sólidos con micropipeta
Colocar el volumen deseado en el visor de la micropipeta (siempre dentro del rango de microlitros
permitidos en cada una de ellas), y colocar un tip estéril en el extremo de la micropipeta. Ante un
roce o toque con elemento extraño, descartar el tip y reemplazarlo por uno estéril. Tomar el tubo
con la muestra líquida en la mano izquierda y sostener la micropipeta con la mano derecha. Acercar
el tubo a la mano que sostiene la micropipeta y con el dedo meñique quitar y sostener el tapón del
tubo y flamear. Con el pulgar de la derecha bajar el pistón de la micropipeta hasta el primer tope e
introducir el tip en el líquido donde está la muestra o inóculo. Soltar suavemente el pistón para que
el líquido ascienda, retirar la micropipeta, y tapar el tubo acercando al dedo que sostiene el tapón.
Llevar la muestra a otro tubo con medio de cultivo, para lo cual, se destapa el tubo con la mano
izquierda y se introduce el tip; con el pulgar de la derecha se baja el pistón suavemente hasta el
2do. tope para descargar la muestra. Soltar el pistón suavemente y tapar tubo.
ACTIVIDADES A REALIZAR
1. Encender un mechero sin limpiar previamente la mesada con desinfectante.
2. Proveerse con un frasco de descarte conteniendo lavandina al 10%.
3. Pasar un hisopo sobre la mesada y sembrar una placa de agar nutritivo.
4. Descontaminar área de trabajo utilizando algodón embebido en alcohol iodado o alcohol al
70%.
5. Pasar nuevamente un hisopo sobre la mesada y sembrar otra placa de agar nutritivo.
6. Sembrar desde las siguientes muestras, 3 placas de Petri con 15 ml de agar nutritivo derecho
cada una.
aire del medio ambiente, en:
placa de Petri (siembra espontánea): se deja abierta durante el TP.
manos
tierra de jardín, en:
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agar nutritivo inclinado con ansa en anillo,
agar en placa de Petri, dividida en cuadrantes en la base, con ansa en anillo. Realizar
aislamiento.
fauces, en:
agar sangre, con hisopo en 1er. cuadrante, descartar hisopo en contenedor con
lavandina, y continuar con ansa en anillo hasta 4to.cuadrante. Incubar en microaerofilia.
6. Incubar todos los medios de cultivo en estufa a 37°C durante 24 h.
7. Al concluir el trabajo, repetir descontaminación de mesada y de manos.
8. Clasificar residuos
para desechar (recipiente negro: papel, recipiente rojo: algodón
contaminado, guantes descartables).
BIBLIOGRAFÍA
-
Madigan, Martincko. 2009. Brock, Biología de los microorganismos. 10ª. Edición. Pearson-Prentice Hall.
-
www.google.com (imágenes)
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PARTE C: OBTENCIÓN Y PROCESAMIENTO DE MUESTRAS CLÍNICAS DESTINADAS AL ANÁLISIS
MICROBIOLÓGICO.
INTRODUCCIÓN:
La actividad que desarrolla el laboratorio de microbiología está orientada esencialmente al
diagnóstico microbiológico de las enfermedades infecciosas. Una parte importante de esa actividad
consiste en el aislamiento, la identificación y la determinación de la sensibilidad a los antimicrobianos
de los microorganismos causales de estas enfermedades. Otra parte importante de la actividad de un
laboratorio de microbiología consiste en la detección de anticuerpos, antígenos y ácidos nucleicos en
diversas muestras (sangre, líquidos estériles, orina, etc.).
El organismo está constituido por áreas colonizables por diferentes tipos de microorganismos que
constituyen la flora normal, y por áreas normalmente estériles. Dentro de las primeras encontramos:
cavidad oral, piel, mucosas, uretra, vagina e intestino. Los sitios normalmente estériles son: sangre,
vejiga, líquido cefalorraquídeo y líquidos de punción (pleural).
Toma de muestra

La muestra debe ser representativa del proceso infeccioso que se pretende diagnosticar.

Es necesario que la toma se efectúe en el sitio exacto de la lesión y lo más pronto posible.

La recogida de la muestra deberá realizarse en condiciones de máxima asepsia, evitando
contaminaciones ambientales del personal y del propio enfermo a la muestra y viceversa.

Se debe recoger una cantidad de muestra adecuada para un análisis completo. En ocasiones
una escasa cantidad de muestra puede ser la causa de falsos negativos.

La muestra se debe recoger, siempre que sea posible, antes de iniciar cualquier terapia
antimicrobiana. Cuando esto no es posible, se obtendrán justo antes de la administración de la
dosis del antimicrobiano, o tras 48 horas de la retirada del mismo.

La muestra debe transportarse en envases adecuados, con cierres a prueba de fugas.

El envío al laboratorio de microbiología debe ser lo más rápido posible con objeto de asegurar
la supervivencia de microorganismos de difícil crecimiento y de evitar el sobrecrecimiento de
la flora normal.
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MUESTRAS
Como reglas generales cabe indicar las siguientes:
1. Antes de recoger la muestra, considerar el riesgo/beneficio de la recogida de la muestra para el
paciente.
2. La muestra debe transportarse en envases adecuados con cierres a prueba de fugas. La recogida
de la muestra deberá realizarse en condiciones de máxima asepsia, evitando contaminaciones
ambientales del personal y del propio enfermo a la muestra y viceversa.
3. La muestra debe etiquetarse con el nombre del paciente, el servicio solicitante, el tipo de
muestra y la fecha de recogida. En determinados casos será importante precisar la hora de
recogida.
4. Se recomienda que cada muestra se introduzca en una bolsa de plástico que a su vez se
introducirá en otra donde se incluya el volante. Así se evita que los posibles derrames de la
muestra invaliden el volante de petición.
5. Se debe recoger una cantidad de muestra adecuada a la petición. En ocasiones una escasa
cantidad de muestra puede ser la causa de falsos negativos.
6. El material destinado a cultivo no debe estar en contacto con sustancias desinfectantes o
anestésicas, siempre que sea posible.
7. La muestra se debe recoger, siempre que sea posible, antes de iniciar cualquier terapia
antimicrobiana.
8. Se debe evitar, siempre que sea posible, el contacto de la muestra con microbiota normal del
paciente, con el objeto de asegurar que la muestra refleje lo mejor posible el lugar de la infección.
9. El envío al laboratorio de microbiología debe ser lo más rápido posible con objeto de asegurar la
supervivencia de microorganismos de difícil crecimiento y de evitar el sobrecrecimiento de la
microbiota normal, acortar el tiempo de contacto con anestésicos locales o con otras sustancias
con acción antimicrobiana utilizadas en la recogida de la muestra.
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HEMOCULTIVO
Obtención de la muestra
Retirar los tapones externos de las botellas.
Desinfectar los tapones de goma con la solución yodada, dejándolos secar al menos un
minuto.
Localizar por palpación la vena que se va a puncionar. Debe utilizarse una vena distinta para
cada extracción.
Desinfectar con alcohol una zona de piel de unos 5 cm de diámetro. Se comenzará por el
centro y se irán haciendo círculos concéntricos hacia el exterior.
Repetir el paso anterior pero con la solución yodada, dejándola secar durante un minuto.
Extraer la sangre sin tocar en ningún momento el campo desinfectado. Si fuera necesario
palpar nuevamente la vena se utilizarán guantes de goma estériles.
Introducir la sangre en las botellas, en primer lugar la anaerobia, evitando que entre aire en
la botella, con la jeringa en posición vertical. Mover las botellas para que la sangre y el medio
de cultivo se mezclen.
Rotular cada botella con el nombre del enfermo, día, hora de la toma y número de muestra
enviada (1 ó 2). No tapar el código de barras de la botella.
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Volumen de la muestra
En adultos, introducir en cada botella no menos de 10 ml de sangre ni más de 20 ml.
En caso de neonatos y niños pequeños, es suficiente una cantidad de 01 a 5 ml, por cultivo.
Relación sangre – caldo de cultivo: 1/5 a 1/10.
Número de muestras
Dos extracciones (dos botellas de hemocultivos por extracción: aerobia y anaerobia) por
paciente, previas al tratamiento antimicrobiano, utilizando lugares de venopunción diferentes.
Cuando comienzan los escalofríos y está subiendo la fiebre, antes del pico febril.
El intervalo entre las extracciones debe ser de 15 minutos, pero si la fiebre es continua, este
intervalo puede acortarse hasta 5 minutos.
ORINA
Muestras aceptadas:
Chorro medio
Al acecho
Punción proximal de sonda
Punción suprapúbica
Muestras rechazadas:
Bolsa colectora
Punta de sonda vesical
Chorro medio:
Adultos ambulatorios hospitalizados sin sonda y niños que controlan esfínteres
Instrucciones a seguir:
1. En caso de ser mujer colocarse tampón vaginal
2. Higienizarse con jabón nuevo no antiséptico ni desinfectante
3. Enjuagarse con agua recién hervida y enfriada
4. No secarse
5. Eliminar el primer chorro de orina para arrastrar la flora uretral
6. Recolectar el chorro medio en frasco estéril de boca ancha y tapa a rosca
7. Una vez obtenida la muestra si no se procesa inmediatamente debe ser conservada en la
heladera no más de 4 hs
8. El paciente debe tener un tiempo de retención mínima de 3 hs
Se deben conocer datos del paciente tales como:
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Edad
Sexo
Enfermedad de base
Uso previo de antibióticos
Instrumentación urológica y/o cirugía previa
Antecedentes de infección urinaria
Al acecho: población pediátrica que no controla esfínteres.
Higienizar al niño como se describió anteriormente y recoger la muestra en frasco estéril de boca
ancha y tapa a rosca
Punción proximal de sonda: pacientes sondados se debe punzar a 10 cm. de la unión sondameato urinario con jeringa estéril y previa limpieza de la sonda con iodo povidona. Recordar el
clampeo (compresión) de la misma durante 1 a 3 hs.
Punción suprapúbica
COPROCULTIVO
Obtención de la muestra
Niños menores de un año:
HISOPADO RECTAL: Se introduce el hisopo estéril en el ano y se rota presionando la ampolla
rectal para favorecer la excreción fecal. El mismo se coloca en un medio de transporte para su
posterior procesamiento.
Muestras rechazadas: pañales.
Niños mayores de un año y adultos: Se recolecta la muestra recién emitida en un recipiente estéril de
boca ancha.
LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO
El líquido cefalorraquídeo (LCR) rodea completamente al encéfalo y médula espinal. El mismo se
recoge insertando ascépticamente una aguja a nive3l de las vértebras lumbares. La muestra obtenida
se coloca en 3 o 4 tubos estériles y se rotula con el nombre del paciente.
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ESPUTO
La muestra se obtiene por expectoración espontánea o inducida con vapores de cloruro de sodio. El
paciente debe efectuar un cepillado de dientes y gargarismos con solución de bicarbonato de sodio,
para disminuir la contaminación con flora normal de la boca. Son de elección los primeros esputos de
la mañana, los cuales deben recogerse en un frasco estéril.
LAVADO BRONQUIAL
Se realiza con el broncoscopio y su principal utilidad reside en la búsqueda de microbacterias
responsables de la tuberculosis.
EXUDADO DE FAUCES
Se debe ejercer presión con un baja lenguas e hisopar enérgicamente la zona afectada (placas
purulentas, ulceraciones, zonas de enrojecimiento) evitando tocar con el hisopo la lengua, paredes de
la boca y saliva que contienen flora habitual de la boca. Introducir luego el hisopo en un medio de
transporte y remitirlo al laboratorio dentro de las 10 hs. de realizado.
EXUDADO URETRAL
Uretritis aguda: Debe haber una retención urinaria de aproximadamente 3 hs. Se toma el material con
ansa o hisopo estéril que se introduce unos 2 cm dentro de la uretra y se hacer girar suavemente.
Uretritis crónica: Si no hay exudación, se recoge la orina de forma estéril sin eliminar el primer chorro
de la micción. Si hay exudación, se recolecta el material antes de la primera micción.
EXUDADO VAGINAL
No practicar higiene vaginal durante 12 hs. o más antes del examen. Siempre que sea posible es
conveniente colocar el espéculo. Se toma la muestra a partir del fondo del saco vaginal y cuello de
útero con hisopo estéril.
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OBSERVACIÓN IMPORTANTE
Todas las muestras obtenidas para diagnóstico microbiológico deberán remitirse en forma inmediata al
laboratorio para su procesamiento.
Universalidad de microorganismos: Los microorganismos están ampliamente distribuidos en la
naturaleza, pues se hallan en casi todas partes. Los encontramos en charcos, arroyos, aguas de mar,
residuos cloacales, en el suelo, aire, alimentos, materia orgánica en descomposición, en la superficie y
cavidades de nuestro cuerpo, etc. Esto refleja la diversidad de hábitats dentro de los cuales los
microorganismos pueden desarrollarse y evolucionar afectando de varios modos los ambientes en
que viven, algunos de ellos causando enfermedades y otros desempeñando papeles beneficiosos.
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